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Microbial community diversity in tea root zone soils at different elevations

不同海拔茶树根系土壤微生物群落多样性分析



全 文 :中国生态农业学报 2010年 7月 第 18卷 第 4期
Chinese Journal of Eco-Agriculture, July 2010, 18(4): 866−871


* 国家高技术研究发展计划(863计划)项目(2006AA10A211)、福建省财政专项——福建省农业科学院科技创新团队建设基金(STIF-Y03)
和福建省自然科学基金项目(J0320)资助
** 通讯作者: 刘波(1957~), 男, 博士, 研究员, 主要从事微生物生物技术和农业生物药物研究。E-mail: fzliubo@163.com
郑雪芳(1977~), 女, 硕士, 助理研究员, 主要研究方向为微生物技术和生物防治。E-mail: zhengxuefang2003@yahoo.com.cn
收稿日期: 2009-08-31 接受日期: 2009-12-10
DOI: 10.3724/SP.J.1011.2010.00866
不同海拔茶树根系土壤微生物群落多样性分析*
郑雪芳 1 苏远科 1,2 刘 波 1** 蓝江林 1 杨述省 1 林营志 1
(1. 福建省农业科学院农业生物资源研究所 福州 350003; 2. 中华人民共和国龙口出入境检验检疫局 烟台 265717)
摘 要 从福建省泉州市安溪县不同海拔铁观音茶园采集了根系区域土壤, 利用磷脂脂肪酸(PLFAs)生物标
记法研究了不同海拔茶园根系土壤微生物群落多样性。结果表明, 不同海拔茶树根系土壤共检测 22个 PLFAs,
不同的 PLFAs在不同海拔茶树根系土壤分布差异明显, 可分为完全分布和不完全分布两种类型。高海拔(834 m)
茶树根系土壤分布的 PLFAs 种类和数量都最多 , 分布最高的前 3 个生物标记为 16:0(指示细菌 )、
18:3ω6c(6,9,12)(指示真菌)、18:00(指示嗜热解氢杆菌)。对不同海拔茶树根系土壤特征微生物 PLFAs分析表明,
代表细菌的 16:0、代表真菌的 18:3ω6c(6,9,12)和代表放线菌的 10Me 16:0 相对生物量在不同海拔茶树根系土
壤中分布量不同, 细菌分布量最大, 其次是放线菌, 真菌分布量最小。微生物群落 PLFAs 标记聚类结果显示,
当欧氏距离为 11.51 时, 可将不同海拔茶园根系土壤的 PLFAs 生物标记分成 3 个大的类群, 类群 I 的 PLFAs
生物标记为完全分布且分布量中等, 类群Ⅱ的 PLFAs 生物标记为完全分布且分布量较高, 类群Ⅲ的 PLFAs 生
物标记为不完全分布且分布量较低。分析多样性指数表明, Shannon-Wiener指数、Simpson指数和 Pielou指数
均是海拔 834 m处最大, 海拔 717 m处最低。
关键词 海拔 根系土壤 磷脂脂肪酸(PLFAs) 微生物群落多样性 茶园
中图分类号: S154.3 文献标识码: A 文章编号: 1671-3990(2010)04-0866-06
Microbial community diversity in tea root zone soils at different elevations
ZHENG Xue-Fang1, SU Yuan-Ke1,2, LIU Bo1, LAN Jiang-Lin1, YANG Shu-Sheng1, LIN Ying-Zhi1
(1. Institute of AgroBiological Resources, Fujian Academy of Agricultural Sciences, Fuzhou 350003, China;
2. Longkou Entry-Exit Inspection and Quarantine Bureau, Peoples Republic of China, Yantai 265717, China)
Abstract Soil samples were collected in tea root zone of Tieguanyin tea gardens at different elevations in Anxi County, Fujian
Province. Then phospholipid fatty acids (PLFAs) biomarkers were used to analyze microbial community diversity in the tea root zone
soils. Significant differences exist among the 22 PLFAs detected in the soil samples from 525 m, 603 m, 717 m and 834 m elevations.
For the purpose of analysis, PLFAs biomarkers are divided into two groups — complete distribution group, which means that a bio-
marker is well distributed across soil sample; and incomplete distribution group, which means that a biomarker is distributed in a
fraction of soil sample. Tea root zone soil at higher elevation exhibits richer PLFAs distribution both in type and amount. The PLFAs
biomarkers with the first three maximum concentration are 16:0, 18:3ω6c(6, 9, 12) and 18:0 — respectively indicating bacteria, fungi
and hydrogenobacter. Biomarker 16:0 has the richest distribution, followed by 10Me 16:0 (indicating actinomyces) and
18:3ω6c(6,9,12) at different elevations. Cluster analysis reveals that PLFAs in root zone soils at different elevations are categorized
into three groups at an euclidean distance of 11.51. PLFAs biomarkers in the group one are completely distributive, but at medium
contents at different elevations. PLFAs biomarkers in the group two are completely distributive at a much higher contens at different
elevations than those in the group one. Contrary to the group two, PLFAs biomarkers in the group three are much less than in the
group two, with an incompletely distributive characteristics. Based on community diversity indices of Shannon-Wiener, Simpson and
Pielou, it is concluded that maximum Shannon-Wiener, Simpson and Pielou indices occur in root zone soils at 834 m elevation
whereas the minimum in root zone soils at 717 m elevation.
第 4期 郑雪芳等: 不同海拔茶树根系土壤微生物群落多样性分析 867


Key words Elevation, Root zone soil, Phospholipid fatty acid (PLFAs), Microbial community diversity, Tea garden
(Received Aug. 31, 2009; accepted Dec. 10, 2009)
茶树是我国亚热带地区的重要经济作物, 土壤
是茶树生长发育、营养吸收的重要场所, 是一个非
常复杂的生态系统。在土壤–植物生态系统中, 土壤
微生物作为最活跃和具有决定性影响的组分之一 ,
积极参与生态系统的物质和能量循环。将土壤微生
物构成特征作为评价土壤质量变化的重要指标, 已
越来越引起人们的关注[1]。不同海拔的茶树根系土
壤微生物组成和分布不同, 影响茶树的生长。诸多
研究 [2−4]表明 , 不同海拔的土壤能形成特定的微生
物种群。目前对土壤微生物的研究主要集中在微生
物量[5]、微生物区系[6]、酶活性[7]等指标的变化, 对
土壤微生物多样性的研究相对较少, 特别是对不同
海拔茶树根系区域土壤微生物多样性的磷脂脂肪酸
生物标记尚少见报道。
目前, 测定土壤微生物多样性的方法很多, 有
传统的稀释平板法、微生物定量测定、磷脂脂肪酸
分析法、BIOLOG 微平板分析法和分子生物技术法
等[8−12]。磷脂脂肪酸(PLFAs)分析法是一类最常见的
微生物生物标记法[13], 微生物体的 PLFAs 组成和含
量水平具有种属的特异性, PLFAs 含量可用来直接
估价微生物的生物量及其群落结构, 是一种较为准
确、有效的研究土壤微生物多样性的方法[14]。该方
法在土壤微生物群落组成和种群变化方面的研究得
到越来越广泛的应用[14−18], 用于揭示植被、作物栽
培及土地管理方式、有机污染物、重金属、季节变
化、气侯条件及其他方面等诸多因素对土壤微生物
群落结构和生物量的影响。
本研究采用 PLFAs分析法研究福建省泉州市安
溪县不同海拔高度下茶树根系土壤微生物群落多样
性的变化 , 探讨海拔生态条件对茶树根系土壤微
生物群落的影响, 为茶树种植和生态茶园建设提供
参考。
1 材料与方法
1.1 供试材料
供试土样取自福建省泉州市安溪县不同海拔
(525 m、603 m、717 m、834 m)的铁观音茶园, 采样
时用手持式 GPS定位仪对各取样点进行地理位置标
记, 以茶树主茎为中心半径约 20~30 cm的范围内取
土, 取土深度为 0~20 cm, 每个海拔不同方位各取
30 个样, 混合, 除去砂砾和植物残体, 经晾干后碾
碎, 过 40目筛, 4 ℃冰箱保存备用。
1.2 PLFAs生物标记分析方法
采用 PLFAs生物标记法进行土壤微生物群落结
构分析。PLFAs 的提取过程和分析参考 Frostegård
等和 Kourtev 等方法 [19−20]并略作修改。具体操作
步骤为: 将 20 mL 0.2 moL·L−1的 KOH甲醇溶液和
10 g 新鲜土样加到 50 mL 离心试管中, 混合均匀,
在 37 ℃下温育 1 h(脂肪酸释放并甲脂化, 样品每
10 min涡悬 1次)。加入 3mL 1.0 mol·L−1的醋酸溶
液中和 pH, 充分摇匀。加 10 mL正己烷, 使 PLFAs
转到有机相中, 2 000 r·min−1离心 15 min后, 将上
层正己烷转到干净试管中, 在 N2 气流下挥发掉溶
剂。将 PLFAs 溶解在 1 mL 体积比为 1︰1 的正己
烷︰甲基丁基醚溶液中, 用作 GC分析。
采用美国 Agilent6890N 型气相色谱仪, 包括全
自动进样装置、石英毛细管柱及氢火焰离子化检测
器, 在下述色谱条件下平行分析脂肪酸甲酯混合物
标样和待检样本: 二阶程序升高柱温, l70 ℃起始,
5 ℃·min−1升至 260 , ℃ 而后 40 ℃·min−1升温至
310 ℃, 维持 90 s; 汽化室温度 250 ℃, 检测器温
度 300 ℃; 载气为 H2(2 mL·min−1)、尾吹气为 N2
(30 mL·min−1); 柱前压 l0.00 psi (1 psi = 6.895 kPa );
进样量 l μL, 进样分流比 100︰1。PLFAs的鉴定采
用美国 MIDI公司(MIDI, Newark, Delaware, USA)开
发的基于细菌细胞脂肪酸成分鉴定的 Sherlock MIS
4.5系统(Sherlock Microbial Identification System)。
1.3 微生物群落 PLFAs生物标记的统计分析
微生物 PLFAs 生物标记分布: 以不同海拔茶园
根系土壤为单位, 统计含量最高的前 3 个生物标记,
代表优势微生物, 作图分析其在不同海拔茶园根系
土壤中的分布量; 统计 3 类特征微生物即真菌、细
菌和放线菌在不同海拔茶园根系土壤中的分布量。
微生物 PLFAs 生物标记的聚类分析: 统计不同
海拔茶园根系土壤 PLFAs 生物标记数据, 以 PLFAs
生物标记为样本, 以每个 PLFAs 生物标记在各海拔
分布总量为指标, 构建矩阵, 将数据进行中心化处
理, 欧氏距离为聚类尺度, 用类平均法对数据进行
系统聚类, 分析各类的特点。
微生物群落多样性指数分析: 引入群落生态学
Shannon-Wiener 多样性指数、Simpson 优势度指数
和 Pielou 均匀度指数, 分析不同海拔茶园根系土壤
微生物群落的多样性。按照计算物种指数方法[21]计
算各指数值。
868 中国生态农业学报 2010 第 18卷


Shannon-Wiener指数:
H=-∑PilnPi (1)
Simpson指数:
C=1-∑(ni/N)2 (2)
Pielou指数:
e=H/lnS (3)
式中, S为群落中的脂肪酸总种类数, Pi=ni/N, ni为 i
类脂肪酸个数, N为该试验中总脂肪酸个数。
2 结果与分析
2.1 不同海拔茶树根系土壤微生物 PLFAs 生物标
记分析
表 1表明, 不同海拔茶树根系土壤 PLFAs生物
标记共有 22 个, 不同的生物标记代表着不同类型
的微生物, 其在不同海拔茶树根系土壤中的分布差
异显著。有些生物标记在 525 m、603 m、717 m、
834 m 4 个海拔高度均有分布 , 属完全分布 , 如
15:0; 有些生物标记只在特定海拔高度才有分布 ,
为不完全分布, 如 cy17:0只在海拔 834 m的茶树根
系土壤有分布, 在其他海拔的茶树根系土壤中没有
分布。
各海拔茶树根系土壤的 PLFAs生物标记总量表
明, 海拔 834 m的茶树根系土壤微生物 PLFAs生物
标记种类和数量明显高于海拔 525 m、603 m和 717
m的茶树根系土壤微生物 PLFAs生物标记。海拔 834
m 茶树根系土壤 PLFAs 标记有 21 种, 数量 45.84
nmol·g−1, 海拔 525 m和 603 m土样的 PLFAs标记
种类分别为 17 种和 15 种 , 数量分别为 17.00
nmol·g−1和 16.25 nmol·g−1, 而海拔 717 m 土壤
PLFAs标记种类 11种, 数量 7.44 nmol·g−1。PLFAs
生物标记总量与微生物总的含量呈线性比例关系 ,
这意味着海拔 834 m的茶树根系土壤微生物含量高
于其他几个海拔土壤微生物含量。

表 1 不同海拔茶树根系土壤的 PLFAs类型和含量
Tab. 1 Types and contents of PLFAs in root zone soils of tea plantations at different elevations nmol·g−1
海拔高度 Elevation (m) 序号
No.
生物标记
Biomarkers
微生物类型
Microbial group 525 603 717 834
1 12:00 细菌 Bacteria in general 0.27±0.006 0 0 0
2 14:00 细菌 Bacteria in general 0.38±0.007 0.32±0.006 0.24±0.018 1.06±0.003
3 14:1ω5C 假单胞杆菌 Pseudomonas sp. 0 0 0 0.68±0.003
4 15:0 细菌 Bacteria in general 1.02±0.006 1.01±0.003 0.43±0.007 2.09±0.009
5 i15:0 革兰氏阳性细菌 Gram-positive bacteria 0.84±0.007 0.93±0.003 0.27±0.009 1.98±0.006
6 i15:0 3OH 革兰氏阴性细菌 Gram-negative bacteria 0 0 0 0.59±0.009
7 i15:1 G 细菌 Bacteria in general 0 0 0 0.59±0.006
8 16:00 细菌 Bacteria in general 4.93±0.006 4.57±0.003 3.19±0.009 10.39±0.003
9 10Me 16:0 放线菌 Actinomycete 0.50±0.009 0.66±0.006 0.37±0.009 1.53±0.009
10 a16:0 革兰氏阳性细菌 Gram-positive bacteria 0.56±0.01 0.62±0.003 0 1.88±0.012
11 i16:0 革兰氏阳性细菌 Gram-positive bacteria 0.76±0.015 0.97±0.012 0.32±0.006 2.20±0.007
12 16:0 3OH 革兰氏阴性细菌 Gram-negative bacteria 0 0 0 0.69±0.012
13 16:1ω5C 甲烷氧化菌 Methane-oxidizing bacteria 0.58±0.013 0.54±0.006 0 1.62±0.009
14 a17:0 革兰氏阳性细菌 Gram-positive bacteria 0.73±0.006 0.89±0.007 0.37±0.003 2.36±0.01
15 cy17:0 革兰氏阴性细菌 Gram-negative bacteria 0 0 0 0.42±0.006
16 i17:0 革兰氏阳性细菌 Gram-positive bacteria 0.61±0.01 0.90±0.009 0.27±0.012 2.07±0.009
17 18:00 嗜热解氢杆菌 Hydrogenobacter 1.08±0.018 1.16±0.003 0.65±0.009 3.42±0.023
18 18:1ω7C 革兰氏阴性细菌 Gram-negative bacteria 0.66±0.017 0.59±0.006 0 2.09±0.015
19 18:1ω9C 真菌 Fungi 2.00±0.012 1.43±0.003 0.91±0.009 6.76±0.006
20 18:3ω6C (6,9,12) 真菌 Fungi 0.68±0.006 0.77±0.003 0 0.41±0.006
21 cy19:0ω8C 伯克霍尔德菌 Burkholderia cepacia 1.01±0.007 0.89±0.006 0.41±0.006 2.19±0.007
22 20:00 细菌 Bacteria in general 0.38±0.012 0 0 0.80±0.013
不同脂肪酸生物标记总量 Total content of different PLFAs biomarkers 17.00±0.341 16.25±0.014 7.44±0.019 45.84±0.004
i、a、cy和 Me分别表示异、反异、环丙基和甲基分枝脂肪酸, ω、c和 t分别表示脂肪酸端、顺式空间构造和反空间构造。i, a, cy and Me
refer to iso, anteiso, cyclopropyl and methy1 branching fatty acids, respectively; ω, c and t refer to the aliphatic end, cis configuration and trans con-
figuration, respectively.
第 4期 郑雪芳等: 不同海拔茶树根系土壤微生物群落多样性分析 869


2.2 不同海拔茶树根系土壤优势微生物类群 PLFAs
的分布
不同海拔茶树根系土壤中 PLFAs生物标记含量
最高的前 3个分别是生物标记 16:00(指示细菌)[22]、
18:1ω9c(指示真菌 )[23]和 18:00(指示嗜热解氢杆
菌)[24], 它们在不同海拔的茶树根系土壤起主要作
用, 是优势菌群。从总体上看, 3个指示不同微生物
类群的 PLFAs 生物标记在不同海拔的分布趋势相
同, 三者均在海拔 834 m 处的茶树根系土壤分布量
最大, 在海拔 717 m处的茶树根系土壤分布量最低,
在海拔 525 m和 603 m处的茶树根系土壤分布量相
当。此外, 指示革兰氏阴性细菌的生物标记 16:00在
不同海拔茶树根系土壤分布量最大, 其次是指示真
菌的生物标记 18:1ω9c, 指示嗜热解氢杆菌的生物
标记 18:00 在不同海拔根系土壤分布量在这 3 个生
物标记中最小。
2.3 不同海拔茶树根系土壤特征微生物类群
PLFAs的分布
特征峰名 16:0是细菌 PLFAs的主要生物标记之
一[22], 特征峰名 18:3ω6c(6,9,12)是真菌 PLFAs 的主
要生物标记之一[23], 特征峰名 10Me 16:0 是放线菌
PLFAs 的主要生物标记之一[25]。从表 1 可知, 代表
细菌的 16:0、代表真菌的 18:3ω6c(6,9,12)和代表放
线菌的 10Me 16:0 相对生物量在不同海拔茶树根系
土壤中分布不同, 细菌分布量最大, 其次是放线菌,
真菌分布量最小。各海拔茶树根系土壤细菌 16:0的
PLFAs 相对生物量在海拔 834 m 最高, 且各海拔茶
树根系土壤细菌 16:0的 PFLAs相对生物量大小依次
为海拔 834 m>海拔 525 m>海拔 603 m>海拔 717 m;
真菌 18:3ω6c(6,9,12)的相对生物量大小依次为海拔
603 m>海拔 525 m>海拔 834 m>海拔 717 m; 放线菌
10Me 16:0的相对生物量大小依次为海拔 834 m>海
拔 603 m>海拔 525 m>海拔 717 m。
2.4 微生物群落 PLFAs生物标记的聚类分析
微生物群落 PLFAs生物标记的聚类分析结果见
图 1, 当欧氏距离为 11.51 时, 可将不同海拔茶树根
系土壤的 PLFAs 生物标记分成 3 个大的类群: 类型
Ⅰ包括 PLFAs生物标记 15:00、cy19:0ω8C、i16:0、
a17:0、 i15:0、 i17:0、10Me 16:0、14:00、a16:0、
16:1ω5C、18:1ω7C, 其特征为这类 PLFAs生物标记
在各海拔均有分布且分布量中等 ; 类型Ⅱ包括
PLFAs生物标记 16:00、18:00、18:1ω9C, 其特征是
PLFAs 生物标记在各海拔均有分布且分布量较高;
类型Ⅲ包括 PLFAs生物标记 12:00、20:00、cy17:0、
18:3ω(6,9,12)、16:0 3OH、14:1ω5C、15:0 3OH、i15:1
G, 其特征是 PLFAs生物标记为不完全分布, 在各海

图 1 不同海拔茶树根系土壤微生物群落 PLFAs
生物标记的聚类分析
Fig. 1 Cluster analysis of PLFAs biomarkers in root zone soils
of tea plantations at differet elevations

拔分布量差异较大, 且分布量低。
2.5 不同海拔茶树根系土壤微生物群落多样性分析
多样性指数对于评价不同土壤的微生物群落多
样性非常有效, 高的多样性指数值表明高的微生物
群落多样性[26]。本研究对不同海拔茶树根系土壤微
生物群落多样性指数分析见表 2。Maguran[27]指出
Shannon-Wiener 指数受群落物种丰富度影响较大。
本研究中 4 个海拔茶树根系土壤微生物群落的
Shannon-Wiener 指数存在显著差异, 说明不同海拔
茶树根系土壤微生物群落的丰富度不同, 海拔 717
m的茶树根系土壤微生物群落 Shannon-Wiener指数
最低(2.81), 且明显低于其他 3 个海拔 , 说明海拔
717 m的茶树根系土壤微生物丰富度最低。
Simpson 指数反映群落中常见的物种多少[28]。
从表 2 可知, 海拔 834 m 处茶树根系土壤微生物群
落的 Simpson指数最高, 为 0.90; 其次是海拔 525 m
和 603 m的茶树根系土壤, 其 Simpson指数为 0.88;
海拔 717 m 的茶树根系土壤微生物群落的 Simpson
指数最低, 为 0.78。说明海拔 834 m 茶树根系土壤
微生物种类最多, 海拔 717 m 的茶树根系土壤微生
物种类最少。
从 Pielou均匀度指数看(表 2), 海拔 834 m茶树
根系土壤微生物群落均匀度指数最高, 为 0.91; 其
次是海拔 525 m 和 603 m, 其均匀度指数相当, 分
别为 0.88和 0.87; 而海拔 717 m的茶树根系土壤微
870 中国生态农业学报 2010 第 18卷


生物群落均匀度指数最低, 为 0.81。均匀度是微生
物组成和分布量的综合体现, 不同海拔茶树根系土
壤均匀度的明显差异说明, 各海拔茶树根系土壤的
微生物存在丰富的多样性。

表 2 不同海拔茶树根际土壤微生物群落多样性指数
Tab. 2 Diversity indices of microbial community in root
zone soils of tea plantations at differet elevations
海拔
Elevation (m)
Simpson指数
Simpson index
Shannon-Wiener指数
Shannon-Wiener
index
Pielou指数
Pielou index
525 0.88b 3.59b 0.88b
603 0.88b 3.54b 0.87b
717 0.78c 2.81c 0.81c
834 0.90a 3.84a 0.91a

3 讨论
Bardgett 等[29]认为土壤中 PLFAs 的组成可以表
示土壤微生物群落的组成和结构。本研究对不同海
拔茶树根系土壤进行 PLFAs 生物标记测定, 发现不
同海拔高度茶树根系土壤所含 PLFAs的种类和含量
不同, 高海拔 834 m处, PLFAs种类最多(21种)、含
量最大(45.84 nmol·g−1), 说明高海拔处微生物种类
最多, 分布数量最大, 这是由于高海拔低温、潮湿的
环境导致土壤积累较多的土壤有机质[30], 而有机质
含量越大 , 土壤微生物量也就越大 , 这与徐秋芳
等[31]研究结果一致。从总体看, 茶树根系土壤微生
物种类较低(15~22种), 限制茶园土壤微生物生长的
因子很多。Pandey等[32]对茶园土壤生态系统中微生
物的研究发现, 茶树枯叶会分泌一些抗微生物物质;
此外, 茶园土壤较低的 pH 也导致土壤微生物种类
的减少。
多样性指数可作为度量土壤微生物群落多样性
高低的指标, 它由种类的丰富度和种类的均匀度两
部分组成。土壤微生物多样性受土壤营养状况、质
地、温湿度、pH等影响。O’Donnell等[33]研究发现,
土壤 pH是影响土壤微生物多样性的重要因子。茶园
酸性土壤具有独特的根系环境, 根系土壤微生物也
相应具有独特的类型和群落结构多样性[34]。本研究
显示, 不同海拔茶园根系土壤微生物群落多样性指
数差异较大, 高海拔(834 m)茶树根系土壤微生物群
落的 Shannon-Wiener 指数和 Simpson 指数最高, 其
次是 525 m和 603 m海拔处, 海拔 717 m处 Simpson
指数最低。由均匀度指数揭示的 4 个不同海拔高度
茶树根系土壤微生物群落多样性变化规律与之基本
一致。不同海拔茶树根系土壤微生物群落的多样性
变化, 表明随着不同海拔茶园生态系统的确立, 土
壤微生物群落多样性会发生较大变化, 一些微生物
种类适应在低海拔茶园土壤环境生存, 而另一些微
生物种类则能适应或忍耐高海拔茶园土壤环境而存
在于该生态系统中。本研究发现, 细菌的特征 PLFAs
生物标记 16:0 和放线菌的特征 PLFAs 生物标记
10Me 16:0 都在高海拔处分布量最大, 而真菌的特
征 PLFAs 生物标记 18:3ω6c(6,9,12)则在低海拔处分
布量最大。
PLFAs 测试系统是快速测定土壤微生物群落结
构多样性的一种有效手段, 但由于土壤是一个复杂
且易变的生态系统, 对土壤微生物群落结构多样性
的研究仅靠土壤 PLFAs 分析是不够的, 还需要与其
他分析技术如 BIOLOG、基因图谱等相结合, 才能
逐渐揭开土壤微生物群落结构这个“黑箱”。
参考文献
[1] Kennedy A C, Smith K L. Soil microbial diversity and the
sutainability of agricultural soils[J]. Plant and Soil, 1995, 170:
75−86
[2] 李阜棣 , 胡正嘉 . 微生物学 [M]. 北京 : 中国农业出版社 ,
2005: 222−223
[3] 姚槐应 , 何振立 , 黄昌勇 . 不同土地利用方式对红壤生物
多样性的影响[J]. 水土保持学报, 2003, 17(2): 51−55
[4] 徐侠, 陈月秦, 汪家社, 等. 武夷山不同海拔高度土壤活性
有机碳变化[J]. 应用生态学报, 2008, 19(3): 539−544
[5] Cai X B, Qian C, Peng Y L, et al. Fertility and restoration of
degraded soil in Central Tibet[J]. Aeta Pedologiea, 2004,
41(4): 603−611
[6] Shen C W, Xiao R L, Xu H Q, et al. Effects of the cover and
intereropping on soil microbial biomass of tea plantations in
subtropical hilly region[J]. Journal of Soil and Water Conser-
vation, 2006, 20(3): 141−144
[7] Wang J W, Feng Y J. Effects of planting Bt corn on soil mi-
crobial activity and soil fertility[J]. Acta Ecolngica Sinica,
2005, 25(5): 1213−1220
[8] Amann R L, Ludwig W, Schleiffer K H. Phylogenetic identi-
fication and in situ detection of individual microbial cells
without cultivation[J]. Microbiol Rew, 1995, 59: 143−146
[9] 文倩, 林启美, 赵小蓉, 等. 北方农牧交错带林地、耕地和
草地土壤微生物群落结构特征的 PLFAs分析[J]. 土壤学报,
2008, 45(2): 321−327
[10] 张海涵 , 唐明 , 陈辉 , 等 . 不同生态条件下油松 (Pinus
tabulaeformis)菌根根际土壤微生物群落 [J]. 生态学报 ,
2007, 27(12): 5463−5470
[11] 徐华勤, 肖润林, 邹冬生, 等. 长期施肥对茶树根际土壤微
生物群落功能多样性的影响 [J]. 生态学报 , 2007, 27(8):
3355−3361
[12] Torsvik V, Øvreâs I. Microbiol diversity and function in soil:
From genes to ecosystems[J]. Current Opinion Microbiol,
第 4期 郑雪芳等: 不同海拔茶树根系土壤微生物群落多样性分析 871


2002, 5: 240−245
[13] Steger K, Jarvis A, Smårs S, et al. Comparison of signature
lipid methods to determine microbial community structure in
compost[J]. Journal of Microbiological Methods, 2003, 55(2):
371−382
[14] Saetre P, Baath E. Spatial variation and patterns of soil mi-
crobial commuity structure in a mixed sprucebirch stand[J].
Soil Biol Biochem, 2000, 32: 909−917
[15] Felix P J, Mahasin T. Phospholipid fatty acids in forest soil
four years after organic matter removal and soil compac-
tion[J]. Appl Soil Ecology, 2001, 19: 173−182
[16] Hesselsoe M, Boysen S, Iversen N, et al. Degradation of or-
ganic pollutants by methane grown microbial consortia[J].
Biodegradation, 2005, 16(5): 435−448
[17] Wilke B M, Gattinger A, Frohlich E, et al. Phospholipid fatty
acid composition of a 2,4,6-trinitrotolune contaminated soil
and an uncontaminated soil as affected by a humification
remediation process[J]. Soil Biol Biochem, 2004, 36(4):
725−729
[18] Bodelier P L E, Roslev P, Henckel T, et al. Stimulation by
ammonium-based fertilizers of methane oxidation in soil
around rice roots[J]. Nature, 2000, 403(67/68): 421−424
[19] Frostegård A, Tunlid A, Bååth E. Phospholipid fatty acid
composition, biomass and activity of microbial communities
from two soil types experimentally exposed to diferent heavy
metals[J]. Appl Environ Microbiol, 1993, 59: 3605−3617
[20] Kourtev P S, Ehrenfeld J G, Häggelom M. Exotic plant spe-
cies alter the microbial community structure and function in
the soil[J]. Ecology, 2002, 83(11): 3152−3166
[21] Garland J L, Mills A L. Classification and characterization of
heterotrophic microbial communities on the basis of patterns
of community-level sole-carbo-source utilization[J]. Applied
and Environment Microbiology, 1991, 57: 2351−2359
[22] White D C, Stair J O, Ringelberg D B. Quantitative compari-
sons of in situ microbial biodiversity by signature biomarker
analysis[J]. J Ind Microbiol, 1996, 17: 185−196
[23] Tarah S S, Mary E S, Mark W P. Parallel shifts in plant and
soil microbial communities in response to biosolids in a
semi-arid grassland[J]. Soil Biology & Biochemistry, 2006,
38: 449−459
[24] Tunlid A, White D C. Biochemical analysis of biomass,
community structure, nutritional status, and metabolic activity
of microbial community in soil[M]//Stotzky G, Bollag J M.
Soil biochem. New York: Dekker Press, 1992: 229−262
[25] Susanne K, Veronica A M, Husein A. Microbial community
composition and enzyme activities in a sandy loam soil after
fumigation with methyl bromide or alternative biocides[J].
Soil Biology & Biochemistry, 2006, 38: 1243−1254
[26] 薛冬 , 姚槐应 , 黄昌勇 . 茶园土壤微生物群落基因多样性
[J]. 应用生态学报, 2007, 18(4): 843−847
[27] Maguran A E. Ecological diversity and its measurement[M].
Princeton: Princeton University Press, 1998: 141−162
[28] Pielou E C. Mathematical ecology[M]. New York: John Wiley
& Sons Inc, 1975
[29] Bardgett R D, Hobbs P J, Frostegard A. Changes in soil fungal:
Bacterial biomass ratios following reductions in the intensity
of management of an upland grassland[J]. Biology and Fertil-
ity of Soils, 1996, 22: 261−264
[30] Diaz-Ravina M, Acea M J. Seasonal changes in microbial
biomass and nutrient flush in frost soils[J]. Biology and Fer-
tility of Soils, 1995, 19: 220−226
[31] 徐秋芳 , 姜培坤 , 沈泉 . 灌木林与阔叶林土壤有机碳库的
比较研究[J]. 北京林业大学学报, 2005, 27(2): 18−22
[32] Pandey A, Palni L M S. The rhizosphere effect of tea on soil
microbes in a Himalayan monsoonal location[J]. Biology and
Fertility of Soils, 1996, 21: 131−137
[33] O’Donnell A G, Seasman M, Macrae A, et al. Plants and fertil-
izers as drivers of changes in microbial community structure
and function in soils[J]. Plant and Soil, 2001, 232: 135−145
[34] Yao H Y, He Z l, Huang C Y. Effect of land use history on
microbial diversity in red soils[J]. Journal of Soil and Water
Conservation, 2003, 17(2): 51−55