全 文 ：doi：10.13570/j.cnki.scc.2015.03.022
甜叶菊组织培养的研究进展
董振红
（吉林省公主岭市第三中学，公主岭 136100）
摘 要：对上世纪 70 年代以来甜叶菊组织培养相关研究进行了综述，主要从外植体和基本培养基的选择、
培养条件，不同激素及其组合对愈伤组织诱导、芽的分化、继代增殖、不定根形成的影响以及组培苗移栽等
进行了论述；同时还指出了甜叶菊组织培养的意义及当前存在的问题，为甜叶菊组织培养技术的进一步研
究和工厂化规模生产提供参考。
关键词：甜叶菊；组织培养；快速繁殖；研究进展
中图分类号：S566.9；Q78 文献标识码：B 文章编号：1007－2624（2015）03－0058－04
甜叶菊（Stevia rebaudiana Bertoni）是小型多年生菊科（Compositae）宿根性草本植物，原产于南美洲巴拉
圭高原，几个世纪以来甜叶菊一直被巴拉圭的印第安人作为甜味饮料饮用 [1-3]。 日本 1970年从巴西开始引入
甜叶菊，并栽培驯化，同时进行食品、毒理检测等试验，并首次研发利用甜菊糖苷[4]。 中国在 1976—1977 年间
从日本成功引种甜叶菊，于 1979 年提取出了甜菊糖甙/苷（Stevioside），并在食品罐头中成功试用 [5-6]；山东科
技报 2013年 5月 29日报道：“中国已是全球最大的甜叶菊生产国和出口国，约占世界市场的 90%，现在茶用
甜叶菊市场需求量大增，产品供不应求”[7]。甜菊糖苷是一种极好的天然甜味剂，因其具有低热高甜、安全无毒
副作用等特点，而备受肥胖症、糖尿病患者的欢迎[8-9]；甜菊糖苷具有明显的降压作用，有望成为高血压药物的
替换或辅助药物[10]。 甜菊糖苷在东南亚、南美洲及远东地区，已广泛应用于医药和食品领域[11]。
甜叶菊的生殖特点为：自交不育、异花授粉，遗传稳定性差；甜叶菊在 0℃以下不能越冬，且种子发芽率
低，目前仅靠种子繁殖远不能满足世界甜叶菊市场的需求。因此科技人员期待利用组织培养技术来大量生产
遗传稳定、品质良好的甜叶菊。采用组培技术不仅能保持高品质甜叶菊品种的优良特性，在较短时间内，培育
出大批种苗，还可不受外界条件的影响周年繁殖；将组培技术应用于甜叶菊的生产还将推动甜叶菊的遗传改
良，从多方面弥补甜叶菊传统育种的不足。因此组织培养技术对甜叶菊的快速繁殖具有很高的经济价值和广
阔的市场前景。 近几十年来国内外已有一些关于甜叶菊组织培养的报道，笔者对其进行综述，旨在探讨今后
的研究方向，为进一步选育产量高、糖苷含量高的优良品系奠定基础，为甜叶菊的资源开发利用提供参考。
1 外植体及其培养
1.1 外植体的选择与灭菌
1.1.1 外植体的选择 在甜叶菊组织培养中，选择外植体是非常重要的一环，取材部位不同，培养结果就会
不同。 臧淑英等采用 1.5mm左右的茎节间部分切段为外植体，成功地从茎段愈伤组织再分化出了植株，但分
化频率不高，只有 20%～60%[12]。 沈秀丽等研究发现与叶柄、叶片、茎段、下胚轴相比，以茎尖为外植体进行甜
叶菊的组织培养，无论愈伤组织诱导率还是出芽率都较为理想 [13]。 娄玉霞等采用叶片为外植体，建立了甜叶
菊叶片愈伤组织高效不定芽的分化和植株再生体系， 离体叶片愈伤组织诱导率和不定芽分化频率均可达
100%[14]。 黄苏珍等采用嫩茎和叶柄为外植体进行了甜叶菊“中山一号”快速繁殖的研究，结果表明：采用顶芽
或叶柄作为外植体均能形成愈伤组织，并诱导分化出不定芽，不定芽诱导率达 85%[15]。 C. M. Ferreira 等先以
甜叶菊叶盘为外植体获得松散的愈伤组织，再以此愈伤组织作为初始接种物，成功地进行了细胞的悬浮培养
及离体保存 [16]。 在进行甜叶菊组织培养时，要依据实验目的，选择最适的外植体，如仅为了收获愈伤组织，则
茎节、茎段、叶片都是较为合适的材料[17-19]；要收获大批的组培苗则茎尖是较为合适的材料[20-21]。
1.1.2 外植体的消毒 甜叶菊外植体的消毒，大多采用浓度为 0.1%的 HgCl2配合 70%～75%的酒精。 沈秀丽
等认为：用 70%的酒精将种子浸泡 20s，再用 0.1%的升汞消毒 10min，然后用无菌蒸馏水冲洗干净，就能达到
理想的灭菌效果[13]。 黄苏珍等采用甜叶菊叶柄或顶芽为外植体，消毒顺序为：先用自来水冲洗，除去附着在材
料表面的泥沙等杂质，再用 10%的洗衣粉浸泡 5min，70%酒精消毒 2min，0.1% HgCl2消毒 5min，无菌水冲洗
3～5次，消毒效果较为理想[15]。 但臧淑英等将甜叶菊植株顶梢，经 75%酒精表面消毒 30s，再用饱和漂白粉上
清液表面消毒 15min后，用无菌水冲洗 3～4次[12]；Claudio等先将幼叶用流水冲洗，然后用 0.5%次氯酸钠浸泡
10min，最后用灭菌水冲洗干净 [22]；Hemant 等将外植体用 0.5%的次氯酸钠或体积比为 15%的漂白剂和 0.1%
的吐温 20消毒 20min，接种前 5 min用无菌水冲洗 3次，都可达到灭菌效果[23]。
收稿日期：2014-04-23
作者简介：董振红（1978-），女，吉林省公主岭市人，硕士。 E-mail：dongzhenhong@126.com
中国糖料，2015，37（3）：58-61 综述58
1.2 培养条件及基本培养基的选择
1.2.1 培养条件 目前甜叶菊组织培养，普遍采用的培养条件为：pH 值 5.5～5.8，光照时间 12～24h/d，光照强
度 600～3000lx，相对湿度 60%～70%，温度 23～28℃[18-24]。
1.2.2 基本培养基 甜叶菊组织培养，国内外主要采用 1/4 MS、1/2 MS、MS 等基本培养基，其中愈伤组织的
诱导及继代增殖主要用 MS，生根培养主要用 1/4 MS或 1/2 MS。 但也有以添加 LS的大量元素和微量元素及
Nitsch中的维生素的培养基[22]或 B5培养基[25]对甜叶菊进行组织培养的。 娄玉霞等在 White 基本培养基上诱
导不定芽生根，生根率达 100%[14]。 针对不同的需要，可以改变基本培养基中的营养成分及其含量。 沈秀丽等
研究表明：以 MS为基本培养基进行甜叶菊组织培养，培养物生长速度快，分化频率高；以蔗糖作碳源的培养
物，其愈伤组织诱导率、出芽率均比葡萄糖、麦芽糖作碳源的高[26]。 Shireen等比较了葡萄糖、蔗糖和麦芽糖为
碳源时对腋芽和茎尖诱导率的影响，确定了适于不定芽诱导的碳源为蔗糖和葡萄糖 [27]。 Nikolai 等研究却表
明：在 MS培养基中添加果糖或葡萄糖，芽的生长发育要优于附加蔗糖的培养基，但在添加果糖或葡萄糖时，
叶片中干物质的量及甜菊糖苷含量都会下降，3%的蔗糖添加量，甜菊糖苷含量最佳[28]。 赫福霞、董振红等除
了以添加 3%蔗糖的 1/4 MS为基本生根培养基外，还添加了 0.1%的活性炭[21，29]。
2 不同激素及其组合对组织培养的影响
2.1 不同激素及其组合对愈伤组织诱导的影响
诱导愈伤组织时需要添加生长素和细胞分裂素，至于使用量以及如何配合使用，不同的品种、不同的材
料和不同的研究者的结论不同。 臧淑英等采用茎段为外植体，MS培养基中单独添加一种生长素：0.2 mg/L的
2，4-D或 0.5 mg/L的 NAA， 愈伤组织诱导率分别为 76%和 88%， 基本培养基中不添加激素或单独添加一种
BA，都不能形成愈伤组织；细胞分裂素和生长素配合使用，愈伤组织的诱导率将会提高：接种在 MS+BA 0.5
mg/L+NAA 0.2（或 1.0）mg/L 或 MS+BA 0.5 mg/L+2，4-D 0.8 mg/L 上的茎段，愈伤组织诱导率都可达 100%，但
随着 BA浓度的提高，愈伤组织诱导率却呈显著下降趋势，如：接种在 MS+NAA 0.5 mg/L+BA 5.0 mg/L上的茎
段，愈伤组织诱导率仅为 53%[12]。 娄玉霞等认为：最适于离体叶片愈伤组织诱导的培养基为 MS+BA 0.5 mg/L+
NAA 0.5mg/L [14]。 Kaye等在添加 2，4-D 0.5 mg/L的 MS培养基中以叶片为外植体诱导出了胚状愈伤组织 [17]。
Mohammed 等以叶片、茎节、茎段为外植体，在 MS 培养基中添加 2，4-D 3.0 mg/L 均可诱导出最大量的愈伤
组织[18]。陈少瑜等以叶片为外植体，在添加 2，4-D 1.0 mg/L、KT 0.2 mg/L及 BA 0.5 mg/L的 MS培养基上诱导
出黄色疏松型愈伤组织， 在附加 BA 2.0 mg/L、IBA 0.5 mg/L 及 NAA 0.5 mg/L 的 MS 培养基中诱导出的愈伤
组织呈绿色且坚硬[30]。 倪德祥等发现高浓度 NAA 和低浓度 BA 组合时，愈伤组织较疏松而大；高浓度 BA 和
低浓度 NAA组合时，在比较松散呈白色絮状的愈伤组织上有比较致密的颗粒结构，且能进一步诱导出芽[31]。
叶军等在含有 0.5～3 mg/L 6-BAP的培养基中诱导出了愈伤组织[32]。M. B. Tadhani等在添加 2.0 mg/L NAA和
0.3 mg/L 6-BA的 MS培养基中也诱导出了大量愈伤组织[33]。王凯基等研究表明：生长素种类对诱发甜叶菊愈
伤组织影响不大，而对愈伤组织的形态起着不同的调节作用 [34]。 Meenakshi 等将叶片接种在添加不同浓度蓝
藻混合物的培养基中，诱导愈伤组织的形成，结果表明：5mL/L和 10mL/L为蓝藻的最佳添加量[35]。
2.2 不同激素及其组合对芽分化及继代增殖的影响
由于材料不同，形成完整植株的途径也就不同，一般而言，植株再生可分为体细胞胚发生途径及器官发
生途径，又根据是否经过愈伤组织阶段，而进一步将器官发生途径分为器官间接发生途径和器官直接发生途
径，其中间接发生途径需经过愈伤组织阶段，通常需要的时间更长。
吕荣华等把幼叶诱导产生的愈伤组织及时转到添加 1.0mg/L BA 和 0.1～0.5 mg/L NAA， 或 3mg/L ZT 和
0.5mg/L NAA的 MS培养基中诱导芽的分化 [36]。 徐惠珠等把愈伤组织转移到 BA 和 IAA 比例为 0.65∶1～10∶1
的分化培养基上后，观察发现愈伤组织颜色逐渐变绿，结构日趋紧密，40～60d 后即可分化出芽[37]。 Mitra 等将
茎段接种在 MS+1.0 mg/L IAA +10.0 mg/L KT+30.0mg/L ADS（硫酸腺嘌呤）的培养基中诱导不定芽的分化，4
周内出芽率达 90%，12周内平均每个外植体产芽量大于 10[38]。 沈秀丽等采用甜叶菊种子萌发幼苗的茎尖为
外植体，发现在 MS+0.5 mg/L NAA+0.5 mg/L BA 中可诱导产生一次性丛生芽[39]。 Pourvi 等以茎段和叶片为外
植体，在 MS+BAP 2.2μM+IAA 2.8μM的培养基上，也直接诱导产生了不定芽。他们认为在诱导培养基中加入
0.5μM CuSO4.5H2O 可显著提高外植体的出芽率，且诱导出的幼苗叶宽大，叶色深绿 [40]。 Yukiyoshi 等在附加
10 mg/L KT的基本培养基中，以带叶原基的茎尖为外植体，也直接诱导出了大量丛生芽[41]。 Chi 等研究表明：
以 MS为基本培养基并添加 NAA 0.1 mg/L时，附加 KT比附加 BA更有利于甜叶菊茎尖的增殖[42]。 Claudio等
研究表明：为了连续获得再生芽，应该在芽长至合适的长度后及时转入含低浓度 BA 0.1 mg/L 的继代培养基
期3第，卷73第 展进究研的养培织组菊叶甜：红振董 59
anihCfosporCraguS 5102
中继代培养[22]。 赫福霞等利用正交试验设计方法探讨了植物生长物质（6-BA、NAA）、蔗糖、水解酪蛋白（CH）
对甜叶菊丛生芽诱导的影响，结果表明：蔗糖对丛生芽诱导影响最大，其次是 6-BA、NAA，CH 影响较小，筛
选出甜叶菊丛生芽诱导的最适培养基为 MS+6-BA 1.0mg/L+琼脂 6g/L+蔗糖 30g/L； 最佳继代培养基为 MS+
6-BA 0.5mg/L+NAA 0.05mg/L+琼脂 6g/L+蔗糖 30g/L[21]。张子学等研究了不同种类、不同浓度的植物生长调节
剂对甜叶菊继代苗增殖的影响，结果表明：适宜的继代增殖培养基为 MS+BA 0.4 mg/L+NAA 0.1mg/L，最高增
殖倍数达 14.4[43]。 刘清波等正交试验结果表明大量元素浓度对丛生芽的增殖影响最大，其次是 6-BA、蔗糖，
NAA的影响较小[44]。蔡永智等以“守田 3号”甜叶菊叶片为外植体，进行再生体系的建立，研究表明：最佳不定
芽继代培养基为 MS＋0.5mg/L 6-BA＋0.05mg/L NAA＋0.2mg/L GA3＋4.0mg/L KT [45]。
2.3 不同激素及其组合对不定根形成的影响
在 1/4 MS、1/2 MS或 MS 的基础上添加不同浓度的 NAA、IAA、IBA 或其组合，是目前最常见的根分化培
养基。黄苏珍等研究表明：在添加 0.1mg/L BA、0.5mg/L IBA和 0.5mg/L NAA的 MS培养基上，甜叶菊品系“中
山一号”生根效果最好，ZT却会抑制根的形成[15]。 Shireen等在附加 IAA或 IBA（1～4 mg/L）的 MS 培养基中转
入 3～5cm长的不定芽，移栽后，成活率达 95%以上[27]。 大部分研究者认为，NAA对生根有促进作用，但也有不
同的研究结果，如 Nikolai等研究则表明：BA强烈抑制根系统的形成，而 NAA 对甜叶菊不定根的发生却无影
响，GA3利于芽的伸长及根的诱导[28]。原因可能是材料不同或者前期使用激素不同所致。董振红等研究表明：
在 1/4 MS+IBA 0.1 mg/L+NAA 0.1 mg/L+蔗糖 30g/L+琼脂 6g/L+活性炭 1g/L的培养基上，诱导生根，生根率达
100%[29]。 Latha等认为：1/2 MS中添加 IBA 4.90μM 比 MS中添加同样浓度 IBA， 诱导不定芽生根效果要好，
30d 后，诱导出的根长且密，生根率达 100%[46]。 沈秀丽等把长至 2～3cm 具 l～2 对叶的增殖芽，从愈伤组织上
切下，接入 1/2 MS+NAA 1.0mg/L+IBA 0.5mg/L 的培养基上，1 周左右即可生根，平均每株生根 6～10 条，根长
3～4cm[47]。 尚宏芹等以甜叶菊组培无根苗为试验材料，研究培养基、NAA 浓度及活性炭对甜叶菊生根培养的
影响。结果表明：1/2 MS诱导生根的效果优于 2 MS、MS和 1/4 MS；0.2 mg/L的 NAA诱导生根效果最好，诱导
率为 83.3%，根粗壮而长；0.3%活性炭不但可大大地缩短生根时间，而且提高了生根率，增加了根数[48]。
3 组培苗的移栽
组培苗移栽是关系到能否实现工厂化育苗的关键，目前对甜叶菊组培苗移栽的报道较少。翁晓燕等研究
指出：2.5mg/L～10mg/L浓度的多效唑能有效提高甜叶菊试管苗移栽后的成活率，处理根系比叶面喷施效果更
好，其中以 5mg/L浓度在开盖炼苗浸根 3d 处理最为有效，移栽成活率达到 92.4%，是对照的 2.26 倍[49]。 董振
红等摸索出的移栽条件为：待甜叶菊试管苗在培养瓶中培养至长有 6片以上叶子和发达的根系后，可先敞口
炼苗 2d，再在含 1/8 MS+IBA 0.05mg/L+NAA 0.05mg/L+蔗糖 15g/L的培养液中浸根 2d后洗净根部，将苗转入
装有土沙，并浇少量培养液（1/20 MS）的小花盆中，为了提高茎秆强度，增强抗猝能力，可在沙土中添加少量
草木灰，浇足水。 如果室外温度达不到 25℃左右，可暂时将小花盆放入温度适宜的温室中，每隔 2d 浇 1 次
水。 如室温适宜，可先放在室内阴凉处，每 1～2d 浇 1 次水，4～5d 后，如果苗长势良好，则可移入阳光下培养。
定期浇水，待小苗成活后，温度适宜时再移于大田栽培[29]。
4 问题与展望
在经济植物中占有重要地位的甜叶菊，越来越受到甜叶菊研究者的青睐，国内外对组织培养甜叶菊的研
究已经进行了几十年，无论在理论上还是技术上都取得了长足发展，已经初步建立了快繁体系，但商品化生
产还有很多问题需要解决。鉴于目前组织培养甜叶菊的研究现状及发展趋势，笔者认为应在以下几个方面加
强研究：⑴完善不同甜叶菊品种的快繁技术体系，加快优良新品种的繁育；⑵开展高品质甜叶菊种质资源的
离体保存研究，这将是甜叶菊种质资源常规保存的有益补充；⑶将组织培养技术与基因工程等生物技术相结
合， 将抗寒、 抗病、 抗旱等基因转移到甜叶菊中， 以期提高抗性； 或与分子生物技术相结合， 将口感好的
Rebaudioside A 合成关键酶基因克隆出来，转入具有其它优良品质的植株中，对甜叶菊进行遗传改良；⑷开
展原生质体培养和体细胞杂交、花粉和花药培养技术，为倍性育种奠定基础；⑸积极开发应用生物反应器直
接生产甜菊糖苷的技术。 只有这样，才能更好地为甜叶菊商业化生产服务，才能更好地发挥组织培养技术在
规模生产上的优势，取得更大的经济效益。
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Research Progress on Polyphenols in Sugarcane
TANG Yun-xian1, YANG Li-tao1,2*, YANG Liu2, LIAO Fen2, LI Yang-rui1,2
(1. College of Agronomy, Guangxi University /State Key Laboratory of Conservation and Utilization of Subtropical Agro-bioresources,
Nanning 530005; 2.Guangxi Academy of Agricultural Sciences / Sugarcane Research Center, Chinese Academy of Agricultural
Sciences / Guangxi Key Laboratory of Biotechnology and Genetic Improvement of Sugarcane, Ministry of Agriculture / Guangxi Key
Laboratory of Sugarcane Genetic Improvement, Nanning 530007)
Abstract: This paper reviewed the research progress on component, distribution, metabolism of polyphenols and
the pathways of reducing polyphenol pollution as well as regulation for polyphenol oxidase with genetic
improvement in sugarcane tissue culture.
Key words: sugarcane; polyphenol; browning; genetic improvement
（上接第 61页）
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Research Progress on Tissue Culture of Stevia
DONG Zhen-hong
(The Third Middle School of Gongzhuling, Gongzhuling, Jilin 136100)
Abstract: The progress on tissue culture of Stevia since the 70s was reviewed, including the effects of different
explants and media, culture conditions, different hormones combination on the inducement multiplication and
differentiation of callus, adventitious root formation and transplantation of plantlet. Present problems in Stevia
tissue cultures and future research were discussed to provide a reference for tissue cultures and industrial
production in Stevia.
Key words: Stevia; tissue culture; rapid propagation; research progress
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