全 文 ：中国农学通报 2011,27(16):99-103
Chinese Agricultural Science Bulletin
0 引言
吐烟花（Pellionia repons(Lour.) Merr.）是荨麻科吐
烟花属的一年生草本植物，分布于海南、广东、云南等
地[1]。吐烟花具有清热利湿、宁心安神的功效。主治
湿热黄疽、腹水、失眠、健忘、过敏性皮炎、下肢溃疡及
疮疖肿毒，是民间一种常见的药材[2]。研究者在对云
南民间抗癌中草药筛选工作中发现吐烟花95%乙醇提
取物有一定诱导细胞凋亡的作用。并从粗提取物的氯
基金项目：海南大学教育教学研究课题立项项目（hdjy0920）；海南大学2009科研项目（hd09xm55）；中国热带农业科学院热带作物品种资源研究所中
央级公益性科研院所基本科研业务专项（PZS062-02）；海南省热带农业有害生物检测监控重点实验室开放课题基金专项资助项目（PDCTA1001）。
第一作者简介：王雪兵，男，1985年出生，硕士研究生。通信地址：571737 海南省儋州市海南大学园艺园林学院，Tel：0898-23300426，E-mail：
wangyou318@126.com。
通讯作者：吴繁花，女，1972年出生，海南文昌人，实验师，硕士，研究方向为作物遗传育种。通信地址：571737海南省儋州市海南大学农学院，Tel：
0898-23302697，E-mail：wrwfh@163.com。
收稿日期：2010-12-22，修回日期：2011-04-13。
吐烟花的组织培养
王雪兵 1，罗天杰 2，于旭东 2,3，罗 灿 2，吴繁花 2
（1海南大学园艺园林学院，海南儋州 571737；
2海南大学农学院，海南儋州 571737；
3海南大学热带作物种质资源保护与开发利用教育部重点实验室，海南儋州 571737）
摘 要：以吐烟花茎段为试验材料，研究其表面消毒方法和不同激素配比的培养基对吐烟花愈伤组织诱
导、丛生芽扩繁以及幼苗生根的影响。研究结果表明，外植体表面消毒以70%酒精消毒15 s，无菌水漂
洗1次，0.1%升汞浸泡6 min，无菌水漂洗1次后，再用0.1%升汞浸泡6 min，无菌水漂洗4次的效果最佳；
同时筛选出吐烟花植株再生的较好激素浓度配比的培养基：MS+3.5 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA适合愈
伤组织诱导，MS+2.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA对丛生芽诱导与扩繁效果较好，MS+0.3 mg/L NAA有
利于生根，移栽成活率达91%，且植株生长良好。
关键词：吐烟花；组织培养；诱导培养；扩繁培养
中图分类号：Q813.1+2 文献标志码：A 论文编号：2010-3709
Tissue Culture of Pellionia repons (Lour.) Merr.
Wang Xuebing1, Luo Tianjie2, Yu Xudong2,3, Luo Can2, Wu Fanhua2
(1College of Horticulture, Hainan University, Danzhou Hainan 571737;
2College of Agriculture, Hainan Universtiry, Danzhou Hainan 571737;
3Key Laboratory of National Education Ministry on Tropical Crop Gernplasm Protection and Utilization,
Hainan University, Danzhou Hainan 571737)
Abstract: The stem segment of Pellionia repons (Lour.) Merr. was used as explants to study the effect of
surface sterilization methods and hormone combinations on callus induction, adventitious shoots and plantlet
rooting. The best sterilization method was that the explants were surface sterilized with 70% alcohol for 15 s
and rinsed one time with sterile water, disinfected with 0.1% mercuric chloride for 6 min and rinsed one time,
and then soaked in 0.1% mercuric chloride for 6 min and rinsed four times. Optimal media appeared to be:
MS + 3.5 mg/L 6-BA+ 0.1 mg/L NAA for callus induction, MS + 2.0 mg/L 6-BA+ 0.1 mg/L NAA for shoot
induction and multiplication, and MS+0.3 mg/L NAA for rooting. The survival rate of plants after transplanted
to glasshouse was 91% and the plants grew well.
Key words: Pellionia repons (Lour.) Merr.; tissue culture; induction culture; multiplication culture
中国农学通报 http://www.casb.org.cn
仿层分离得到 4个化合物，分别确定为β-谷甾醇
(β-stiosterol,Ⅰ)、羽扇豆酮 (lu-peone,Ⅱ)、羽扇豆醇
(lupeol,Ⅲ)和 3-羟基 -2-苯胺酰基 -4-偶氮基苯基萘
(Ⅳ)。其中羽扇豆醇具有很强的抑制拓扑异构酶Ⅱ活
性，研究者推测羽扇豆醇可能是吐烟花中的重要抗癌
物质[1]。国内有关于荨麻科植物苎麻抗虫基因遗传转
化研究的报道[3]，但尚未见有关吐烟花组织培养方面
的报道。笔者以吐烟花茎段为外植体，对吐烟花愈伤
组织的诱导、丛生芽的诱导与扩繁、植株再生进行初步
探究。旨在建立吐烟花的离体快繁体系，为今后的研
究及市场开拓提供科学依据。
1 材料与方法
1.1 材料
农学院教学基地引种的野生吐烟花，选取长势良
好的植株为实验材料。
1.2 方法
1.2.1 外植体的预处理及消毒方法 采集材料一周前，
用 0.1%多菌灵溶液喷洒吐烟花植株进行预消毒处
理。采集时，从长势良好的植株上剪下健壮、完整的茎
段，置于洗衣粉水中浸泡 5~10 min后，用自来水冲洗
干净。取茎段作外植体。外植体按照表1方法进行消
毒后，再用无菌水漂洗 4次，接种于MS基础培养基
上。每种消毒处理接种30个外植体，重复2次，接种7
天后观察消毒结果并统计平均污染数（率）、死亡数
（率）及存活数（率）。
1.2.2 培养条件 培养温度（26±2）℃，相对湿度 70%~
80%，光照强度2000~2500 lx，光照时间10~12 h/天，所
有基本培养基均为MS，添加 30 g/L蔗糖、7 g/L卡拉
胶，pH 5.8。
1.2.3 愈伤组织诱导培养 以MS+0.1 mg/L NAA为基
础培养基，再添加一种激素（6-BA、KT、2,4-D），每种激
素分别设3个浓度2.0 mg/L、4.0 mg/L、6.0 mg/L，则共9
种不同的培养基，每一处理接种30个外植体，每15天
观察并记录1次生长状况。
1.2.4 丛生芽的分化与扩繁培养 将诱导出的愈伤组织
接种于含有不同BA浓度的增殖培养基中增殖，每处
理接种30瓶，每瓶接种一个愈伤组织，每15天观察并
记录1次生长状况。
1.2.5 生根培养 将生长健壮的丛生苗（有3~4片叶、高
1~3 cm）分别接种于4种培养基中生根培养，每处理接
种30瓶，每瓶一颗无根苗。15天后，每10天观察记录
1次生根情况。
1.2.6 移栽 将已经生根的幼苗（有 10条 2 cm以上的
根）松瓶盖放置2天，再揭开瓶盖自然条件下放置3天，
然后小心取出幼苗用自来水将根部的培养基洗净，再
用0.1%的多菌灵清洗根部一遍后，用自来水清洗过再
移栽松软的土壤中，浇适量的水，罩上顶上有小洞的塑
料袋，以达到透气保水的效果。
2 结果与分析
2.1 不同的方法对吐烟花消毒效果的影响
将取回的吐烟花茎段用 5种不同的方法消毒处
理，7天后观察并记录实验结果。从表 1可见，在外植
体表面消毒时，在升汞消毒时间相同的情况下，把长时
间的升汞消毒时间分 2次进行比一次消毒的效果要
好，不仅污染率有所降低，而且第一次消毒时间长一些
存活率明显提高了。但不同的外植体其幼嫩程度不
同，死亡率也不同，总体效果要看存活率情况。既要保
证污染率低，又要保证死亡率低，实验结果表明，将长
时间的升汞消毒分2次进行效果好较好，其中处理2的
消毒效果最好，其污染率降至 6.67%，死亡率只为
3.40%。
2.2 不同的激素（6-BA、KT、2,4-D）的不同浓度对愈伤
组织诱导的影响
将外植体消毒后接种于含有不同的激素组合的培
养基中，从表2可以看出，在NAA浓度一定时，不同的
激素对愈伤组织的诱导效果不同，6-BA促脱分化的效
果明显高于KT和 2,4-D。接种在含 2,4-D的培养基中
的外植体脱分化最快，但脱分化出的愈伤组织呈白色
编号
1
2
3
4
5
消毒处理
70%酒精15s+无菌水漂洗1次+0.1%升汞12 min
70%酒精15 s+无菌水漂洗1次+0.1%升汞6 min+无菌水漂洗1次+0.1%升汞6 min
70%酒精20 s+无菌水漂洗1次+0.1%升汞6 min+无菌水漂洗1次+0.1%升汞6 min
70%酒精15 s+无菌水漂洗1次+0.1%升汞8 min+无菌水漂洗1次+0.1%升汞4 min
70%酒精20 s+无菌水漂洗1次+0.1%升汞8 min +无菌水漂洗1次+0.1%升汞4 min
污染数（率）
13(43.40%)
2(6.67%)
6(20.00%)
9(30.00%)
7(23.40%)
死亡数（率）
11(36.70%)
1(3.40%)
3(10.00%)
11(3.60%)
12(40.00%)
存活数（率）
6(20.00%)
27(90.00%)
21(70.00%)
10(33.40%)
11(36.70%)
表1 不同的方法对吐烟花消毒效果的影响
注：因试验数量较大，实验以30个外植体为一重复，该实验结果为2次重复的平均数。
·· 100
王雪兵等：吐烟花的组织培养
松散状，且随着培养时间加长，愈伤组织逐渐变黑；含
KT的培养基中，脱分化出的愈伤组织颜色比较淡且有
白色的根；含 6-BA的培养基中外植体脱分化较快，脱
分化出的愈伤组织呈绿色，且比较紧凑，如图1。
当NAA为浓度一定时，不同的 6-BA浓度诱导愈
伤组织的影响，实验结果见如表3，愈伤组织的诱导率
并没有随 6-BA浓度升高而增加，愈伤组织在 6-BA浓
度为 3.5 mg/L时脱分化率最高，达到 80.00%；且愈伤
组织呈绿色、紧凑，上面有许多突起，继代培养 30天，
能再分化出许多不定芽，效果见图 2。由此说明吐烟
花在MS+3.5 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA诱导效果较
好。
编号
1
2
3
4
5
6
7
8
9
激素组合/(mg/L)
NAA
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
6-BA
2.0
4.0
6.0
0
0
0
0
0
0
KT
0
0
0
2.0
4.0
6.0
0
0
0
2,4-D
0
0
0
0
0
0
2.0
4.0
6.0
外植体数/个
30
30
30
30
30
30
30
30
30
成愈伤数/个
20
21
18
18
10
7
17
20
22
死亡数/个
2
4
4
3
3
4
2
1
3
分化率/%
66.70
70.00
60.00
60.00
33.30
23.30
56.70
66.70
73.30
表2 不同激素对愈伤组织诱导的影响
a：含6-BA的诱导培养基培养50天；b：含KT的诱导培养基培养50天；c：含2,4-D的诱导培养基培养30天；
d：含2,4-D的诱导培养基培养50天，愈伤组织部分变黑
图1 不同激素对愈伤组织诱导的影响
表3 不同浓度6-BA对愈伤组织诱导的影响
编号
1
2
3
4
5
激素组合/(mg/L)
NAA
0.1
0.1
0.1
01
0.1
6-BA
2.0
2.5
3.0
3.5
4.0
外植体数/个
30
30
30
30
30
成愈伤数/个
20
22
22
24
21
死亡数/个
1
2
4
2
3
诱导率/%
66.70
73.30
73.30
80.00
70.00
a：诱导培养60天；b：继代培养30天
图2 含3.5 mg/L 6-BA培养基诱导的愈伤组织
a b
·· 101
中国农学通报 http://www.casb.org.cn
2.3 不同6-BA浓度对丛生芽诱导与扩繁培养的影响
当 NAA 浓度为 0.1 mg/L，6-BA 为 2.0 mg/L、
3.0 mg/L、4.0 mg/L时，丛生芽诱导率都为 100%；一个
月后，称重发现各处理对丛生芽的增重百分率都可达
200.00%以上，但丛生芽增重率并没有随着6-BA浓度
上升而增加；通过方差分析，得出各处理间的分化效果
差异不显著（见表 4）。说明以上 3种培养基都适合吐
烟花丛生芽诱导与扩繁，但综合各因素及丛生芽的生
长状况，认为 6-BA浓度为 2.0 mg/L时，丛生芽诱导效
果及扩繁效果较好，如图3。 图3 含2.0 mg/L 6-BA培养基诱导丛生芽与扩繁培养30天
表4 不同培养基对不定芽诱导与扩繁的影响
激素组合/(mg/L)
NA
0.1
0.1
0.1
6-BA
2.0
3.0
4.0
接种数/个
30
30
30
接种前平均重量/
g
1.48
1.09
1.42
接种后平均重量/
g
3.37
2.95
3.51
平均增加重量/g
1.89±0.60 a
1.86±0.78 a
2.09±0.49 a
鲜重增加率/%
227.75
270.92
247.36
2.4 生根及壮苗
取高3~5 cm的单株苗，接到含NAA为0~0.5 mg/L
的MS培养基进行生根及壮苗培养。结果表明，当
NAA为0 mg/L时，苗的生根率为0；当NAA为0.1 mg/L、
0.3 mg/L、0.5 mg/L 时 ，所 有 苗 的 生 根 率 均 为
100.00%。但根的生长情况不同，NAA浓度为0.1 mg/L
的培养基中诱导出的根少，较细且长；随着NAA浓度
的加大，根的数量也增加，但当 NAA浓度增大到
0.5 mg/L时，苗基部出现愈伤化，苗的生长较弱。当
NAA浓度为 0.3 mg/L时，根的生长较好，且苗比较健
壮，如图4。
2.5 试管苗的移栽
将长势较好的幼苗，经过常规的练苗后取出幼苗，
用自来水将根部的培养基洗净，用0.1%的多菌灵浸泡
30 min，移入松软的土壤中种植，浇透水，罩上透明的
塑料袋，注意透气保水。20天后就有新根生成，成活
率可达91%以上，而且植株健壮，茎粗叶绿。
3 结论与讨论
吐烟花具有清热利湿、宁心安神等作用。主治湿
热黄疽、腹水、失眠、健忘、过敏性皮炎、下肢溃疡、疮疖
肿毒等，是民间的一种常见的药材[2]。因其良好的疗
效，人们对自然生长的吐烟花破坏严重，因此为了更好
的研发利用该植物，研究其组织培养意义重大。另外
还可以利用组织培养技术，大量生产植物次生代谢物，
以满足目前的需求量，同时有效地保护日益短缺的野
生药用植物资源。从20世纪90年代以来，通过组织培
养技术获得的植物药用有效成分国际专利就达 50多
项，其中多为抗病毒、抗癌化合物[4]。吐烟花中的活性
成分也完全可以通过此种方法获得。
笔者从试验中获得了吐烟花外植体消毒的最佳方
法，既对老嫩程度相同的材料采用70%酒精消毒15 s，
无菌水漂洗 1次，然后用 0.1%升汞浸泡 6 min，无菌水
漂洗 1次后，再用 0.1%升汞浸泡 6 min，无菌水漂洗 4
次消毒效果最佳。同时也获得了吐烟花在不同阶段对
培养基的要求，既在诱导培养时，以MS+3.5 mg/L
6-BA+0.1 mg/L NAA诱导效果较好；而在丛生芽的诱
导和扩繁方面，则以 6-BA浓度为 2.0 mg/L时效果较
好；在生根阶段，以NAA浓度为0.3 mg/L时，根的生长
较好，苗较健壮；在试管苗移栽时，则灭菌尤其重要。
外植体消毒，选择不同外植体与消毒效果密切相
关。一般幼嫩的器官病菌少，而老的成熟器官携带病
菌多，且高温多雨期污染率较高，因此在取材料时尽量
优先考虑幼嫩的器官和避免在高温多雨期取材[5]。在
图4 不同处理生根培养30天的情况
·· 102
王雪兵等：吐烟花的组织培养
外植体表面消毒过程中，相同幼嫩程度的外植体，消毒
时间越长，污染率越低，但是死亡率会随着上升[6]。另
外，污染率不但与消毒时间有关，还与实验操作过程及
外植体的带菌程度等有关。为了降低污染率，科学工
作者经过多年努力，研究出了许多消毒方法，一般先用
70%~75%的酒精溶液进行预消毒。消毒时间一般控
制在 10~60 s不等，具体时间取决于材料的结构，幼嫩
程度等[7]。再配合次氯酸盐或升汞消毒。若用 0.5%~
1%次氯酸钠（NaClO）或次氯酸钙 [Ca(ClO)2]溶液消
毒，消毒时间一般控制在15~30 min，它们两者相比较，
次氯酸钙的消毒效果要比NaClO好一些，且对外植体
的毒害作用小[5]。因为残留在外植体表面的钠离子会
对后续培养不利。通常次氯酸盐 pH控制在 6.0左右，
此时活性较高，消毒效果较好。若用0.1%~0.15%的升
汞消毒，它的效果也比较好，但因它是一种剧毒物质，
配制升汞时对人体有一种潜在的威胁，消毒后的废液
更要小心处理，否则易造成严重的环境污染。尽管如
此，因它的消毒效果好也较常用。另外为了提高消毒
效果常加入0.03%~0.05%的表面活性剂吐温1~2滴[8]。
因此，对吐烟花外植体消毒应根据材料的幼嫩程度，适
当延长或缩短消毒时间。
植物生物调节剂对愈伤组织诱导、增殖、形态建
成、不定芽形成，不定根形成以及离体成花的调节控制
等都有重要影响[9-10]，是培养基中必不可少的成分。促
进植物离体培养愈伤组织形成的常用外源激素是
6-BA、NAA、KT、2,4-D[11]。除中国水仙双鳞片切块作
为外植体不加外源激素，也能进行组织培养以外，其他
植物还未曾有此功能[12]。笔者发现，当NAA浓度一定
时，6-BA的浓度变化对吐烟花愈伤组织的诱导影响较
大。丛生芽诱导培养最大的目的是分化出大量的不定
芽，在这个阶段，生长素和细胞分裂素的配比起着关键
作用，生长素与细胞分裂素的比值高有利于生根，比值
低则利于茎芽发生。促进植物愈伤组织分化芽的常用
外源激素是6-BA、NAA、KT、2,4-D[13-14]。张卫芳等[15]认
为，芽诱导主要与 6-BA浓度有关。而该研究发现，吐
烟花的丛生芽诱导与6-BA的浓度关系不是很大，但综
合考虑得出，吐烟花在 6-BA为 2.0 mg/L，NAA为
0.1 mg/L的培养基中诱导出的丛生芽较好。所以，对
于不同的植物，不同的激素和不同激素浓度在组织培
养过程中的影响有所不同，在实验过程中要根据植物
的实际情况来选择合理的因子与水平[16]。
参考文献
[1] 方玉春,商红强,崔承彬,等.吐烟花化学成分研究[J].中草药,2004,
35(11):1218-1219.
[2] 钱信忠.吐烟花.中国本草彩色图谱—常用中药篇(上卷)[M].北京:
人民卫生出版社,1996.
[3] 马雄风.苎麻抗虫基因遗传转化研究[D].长沙:中国农业科学院麻
类研究所,2009.
[4] 胡彦,赵艳.植物组织培养技术的应用以及在培养过程中存在的问
题[J].陕西师范大学学报,2004,(32):130-134.
[5] 刘进平,吴繁花.木薯外植体表面消毒和诱导培养的研究[J].广西
热带农业.2004,5:1-3.
[6] 吴繁花,于旭东,王雪兵,等.山奈组织培养[J].热带作物学报,2009,3
(3):338-342.
[7] 于旭东,吴繁花,等.海南肾茶的组织培养快速繁殖[J].中国农学通
报,2009,9:38-42.
[8] 许凤芹,刘桂茹,杨学举.植物组织培养研究进展[J].河北农业科学,
2005,9(1):99-103.
[9] 周维燕.植物细胞工程原理与技术[M].北京:中国农业大学出版
社,1992.
[10] 崔凯荣,刑更生,周功克.植物激素对体细胞胚胎发生的诱导与调
节[J].遗传,2000,22(5):349-354.
[11] 彭艳华,刘成运,柯善强.脱落酸对黄连体细胞胚胎发生的影响[J].
植物学报,1993,35(刊):71-76.
[12] 曾宪宝,叶银根,陈星球.水仙鳞茎在不含外源激素的MS培养基上
的组培效果[J].华中师范大学学报,1986,20(1):95-98.
[13] 曹孜义,刘国民.实用植物组织培养技术教程[M].甘肃:甘肃科学
技术出版社,1996:52-53.
[14] 梁辉,周海鹰,李良材.脱落酸在小麦幼胚培养中的作用[J].农业生
物技术学报,1996,4(1):51-55.
[15] 张卫芳,段新玲,段黄金,等.香石竹组织培养快速繁殖技术初探[J].
塔里木农垦大学学报,2000,12(2):28-30.
[16] 邢建民,赵修德,李茂寅,等.植物细胞培养生产黄铜类化合物研究
进展[J].生物工程进展,2001,21(1):47-50.
·· 103