全 文 ：第 45 卷第 4 期 吉 林 林 业 科 技 Vol. 45 No. 4
2016 年 7 月 JOUＲNAL OF JILIN FOＲESTＲY SCIENCE AND TECHNOLOGY Jul．，2016
DOI:10． 16115 / j． cnki． issn． 1005 － 7129． 2016． 04． 004
文章编号:1005 － 7129(2016)04 － 0015 － 04 中图分类号:S685． 24 文献标识码:A
东北连翘组织培养初步研究
刘爱萍1，刘润楠2，段加玉3，张 鹏4
(1．吉林省林业技术推广站，吉林 长春 130022;2．吉林省吉森丰华矿业集团有限责任公司，吉林 长春 130021;
3．吉林省森林资源监督管理中心，吉林 长春 130022;4．北华大学，吉林 吉林 132013)
摘要:以东北连翘水培枝条萌发嫩芽为外植体，进行组培快繁技术研究，结果表明:外植体最佳消毒时间为 4 min，
最佳初代培养基为 MS + 2． 0 mg·L －16 － BA + 0． 1 mg·L －1NAA，最佳增殖培养基为 MS + 2． 0 mg·L －16 － BA +
0． 1 mg·L －1 NAA，最佳生根培养基为 1 /2MS + 0． 2 mg·L －1NAA + 0． 2 mg·L －1 IBA。
关键词:东北连翘;组织培养;植物激素
The tissue culture preliminary study of Forsythio mandshurica
LIU Aiping1，LIU Ｒunnan2，DUAN Jiayu3，ZHANG Peng4
(1． Jilin Provincial Forestry Technology Popularizing Station，Changchun 130022，China;2． The Jisen Fenghua Mining
Group Limited Liability Company of Jilin Province，Changchun 130021，China;3． The Forest Ｒesources Supervision and
Administration Centre of Jilin Province，Changchun 130022，China;4． Beihua University，Jinlin 132013，China)
Abstract:The tissue culture rapid propagation technical research was carried by taking tender shoot of hydroponic germina-
tion branches of Forsythio mandshurica as explants． The result showed that the best disinfection time of explant was 4 mi-
nutes． The best initial medium was MS + 2． 0 mg·L －16 － BA + 0． 1 mg·L －1 NAA． The best proliferation medium was
MS + 2． 0 mg· L －1 6 － BA + 0． 1 mg· L －1 NAA． The best rooting medium was 1 /2MS + 0． 2 mg· L －1 NAA +
0． 2mg·L －1 IBA．
Keywords:Forsythio mandshurica;tissue culture;plant hormones
收稿日期:2016—06—12
作者简介:刘爱萍(1972—)，女，吉林蛟河人，工程师，
主要从事林业科技与推广工作．
通讯作者简介:张鹏(1978—)，男，吉林松原人，讲师，
主要从事森林植物栽培与食品加工方面的教学研究工
作．
东北连翘(Forsythio mandshurica Uyeki)为
木犀科连翘属落叶灌木植物，原产中国辽宁省
凤凰山一带，东北三省均有栽培。东北连翘具
有较高观赏价值，是东北地区早春第一个开花
优良观花灌木［1］。茎、叶、果实、根均可入药，
具有抑菌、抗菌和镇吐、强心、利尿作用。作者
以东北连翘为材料研究组培快繁技术，旨在为
探讨多种繁殖方法提供试验数据。
1 试验材料选择与灭菌
早春选取生长健壮且无异常的东北连翘植
株，剪取枝条室内水培，以萌发嫩芽作为外植体
材料进行试验。先用自来水冲洗干净，再按适
当大小进行分割，放入培养皿或小烧杯中。在
无菌室超净工作台上进行消毒，先用 70%酒精
灭菌 30 s，然后再将外植体分为三组，分别用
0． 1%升汞溶液消毒，再用无菌水漂洗 5 次，每
次 1 ～ 2 min，将灭菌后植物材料放到无菌水中
浸泡，待用。
采用高压灭菌法对接种工具、器皿进行灭
菌。将待灭菌工具、器皿用纸或铝箔包好，置于
121℃、0． 11 Mpa高压灭菌锅内灭菌 15 min，操
作空间和无菌室要定期采用紫外线照射和甲醛
—51—
熏蒸进行消毒灭菌。
2 研究方法
2． 1 培养基配制
本研究采用 MS 培养基为基本培养基，MS
在组培试验中应用最为广泛，主要组成为无机
盐、维生素、氨基酸、有机物、植物激素、糖类、水
和琼脂等一切保证外植体生长发育的营养成
分，同时附加相应植物激素以满足细胞分裂分
化需要［2］。
2． 1． 1 溶解琼脂与蔗糖
准确称取琼脂 6 g，放入烧杯内，加入不超
过 800 mL蒸馏水，在电炉上加热并溶解，要用
玻璃棒不断搅拌;待琼脂溶解后再加入蔗糖
30 g，完全溶解后转移到 1 000 mL 烧杯中待
用。
2． 1． 2 加入 MS培养基母液
用量筒或移液枪准确量取(吸取)各种母
液加入到培养基中，每升 MS 培养基中各种母
液用量见表 1。
表 1 每升 MS培养基中各母液用量
Tab． 1 The each mother liquor dosage of MS medium per litre
序号 母液组分 母液倍数 1000 mL用量 /mL 成分
1 大量元素 20 50 NH4NO3、KNO3、CaCl2·2H2O、PO4、MgSO4·7H2O
2 微量元素 100 10 KI、Na2MnO4、CuSO4、CoCl2、MnSO4、ZnSO4、H3BO3
3 铁盐 200 5 FeSO4、Na － EDTA
4 有机物 100 10 甘氨酸、盐酸吡哆醇、盐酸硫胺素 烟酸
5 肌醇 100 10 肌醇
2． 1． 3 加入植物激素
培养基中加入植物激素种类及含量应根据
试验类型及目的灵活调整［3］，本次试验所选用
的植物激素为 6 － BA、NAA、IBA。
2． 1． 4 调整 pH值及定容
向已经配置好的 MS培养基溶液中加入蒸
馏水定容至 1 000 mL，再用精密 pH 试纸测试
pH 值，并用 1 mol· L －1 HCl 或 1 mol· L －1
NaOH调整 pH为 5． 8 ～ 6． 0 之间。
2． 1． 5 培养基分装、封口与灭菌
将上述配制好的培养基溶液均匀分装在培
养瓶中，并用棉塞与锡纸封口，在瓶身上做好标
记，再放入高压灭菌锅内加热升压到 0． 05 pa，
打开放气阀放出冷空气，重新升压到 0． 11 pa，
温度 121℃，保持 15 min，然后取出培养瓶，冷
却备用。
2． 2 接种与培养
2． 2． 1 接种
整个接种过程在无菌室超净工作台上进
行，首先将消毒好的外植体置于超净工作台上
待用，在酒精灯旁将培养瓶棉塞取下，用镊子夹
取外植体迅速插入瓶中培养基上，深度约为培
养基高度三分之一，立即塞上棉塞包扎好瓶口;
然后将镊子在酒精灯上灭菌后进行下一次接
种。整个过程要经常用 70%酒精擦拭双手及
接种工具。
2． 2． 2 不同消毒时间处理外植体效果试验
利用氯化汞进行消毒。氯化汞为白色晶
体，颗粒或粉末状，有剧毒，溶于水、醇、醚和乙
酸。在植物组织培养中常作为消毒剂使用，消
毒效果极佳，但是易在植物材料上残留，消毒以
后需要用无菌水进行反复多次冲洗。分别设置
灭菌 4 min、5 min、6 min三组试验，观测灭菌效
果。
2． 2． 3 初代培养
初代培养中植物激素质量浓度配比见表
2。
接种后转入培养室，在人工控制温度和光
照条件下进行培养。本试验中培养室温度为
21℃ ～25℃，光照强度为 1 200 ～ 2 000 lux，每
天光照 12 ～ 14 h，定期观察外植体分化与试管
苗生长状况。
2． 2． 4 继代增殖培养
为探求东北连翘继代增殖培养最佳植物激
素质量浓度配比，经过 15 d 初代培养后，将长
势较好的试管苗剪切成几段，分别接种于不同
质量浓度植物激素配比的继代增殖培养基中，
各植物激素质量浓度见表 3。
—61—
表 2 初代培养中各组植物激素质量浓度配比
Tab． 2 The plant hormones mass concentration ratio of initial medium
培养瓶分组
植物激素质量浓度 /mg·L －1
NAA 6 － BA
α1 0． 1 0． 1
α2 0． 1 0． 5
α3 0． 1 1． 0
α4 0． 1 2． 0
α5 0． 1 3． 0
表 3 继代增殖培养激素质量浓度配比
Tab． 3 The plant hormones mass concentration ratio of initial medium of subculture proliferation medium culture
培养瓶分组
植物激素质量浓度 /mg·L －1
NAA 6 － BA
β1 0． 1 0． 1
β2 0． 1 0． 2
β3 0． 1 0． 5
β4 0． 1 1． 0
β5 0． 1 2． 0
培养条件同初代培养。定期观察增殖与
试管苗生长状况。
2． 2． 5 生根培养
生根培养是对增殖培养获得的丛生芽诱导
生根的培养阶段。以 1 /2MS 培养基为基本生
根培养基，添加不同质量浓度 NAA 、IBA组合，
30 d后统计不同质量浓度植物激素组合下生
根数及生根率。各植物激素质量浓度见表 4。
3 结果与分析
3． 1 不同消毒时间对外植体生长影响
外植体不同灭菌时间试验结果见表 5。
表 4 生根培养激素质量浓度配比
Tab． 4 The plant hormones mass concentration ratio of rooting culture
培养瓶分组
植物激素质量浓度 /mg·L －1
NAA IBA
γ1 0． 2 0． 05
γ2 0． 2 0． 1
γ3 0． 2 0． 2
γ4 0． 2 0． 4
表 5 不同消毒时间外植体污染与试管苗生长状况
Tab． 5 explant pollution and test － tube plantlet growth condition of different disinfection time
消毒时间
/min
接种数
/个
污染数
/个
褐化死亡数
/个
成活率
/%
外植体污染与试管苗生长状况
4 50 7 1 84 轻度污染，试管苗生长健壮，叶片翠绿宽大
5 50 6 3 82 轻度污染，试管苗生长正常，叶片宽度适中
6 50 4 6 80 基本无污染，试管苗生长矮小，叶片窄发黄
—71—
从表 5 中可以看出，消毒时间较短时会造
成外植体轻度污染，但试管苗生长正常或健壮;
消毒时间较长时可以抑制污染，但外植体易褐
化死亡，试管苗矮小，叶片窄、发黄。本试验中，
东北连翘外植体最佳消毒时间为 4 min，成活率
为 84%。
3． 2 最佳初代培养植物激素配比
整理统计初代培养试验数据，结果见表 6。
表 6 初代培养各组生长状况
Tab． 6 Each group growth condition of initial medium
培养基组别 接种数 /个 分化数 /个 试管苗长势
α1 20 15 试管苗矮小发黄
α2 20 16 试管苗矮小发黄
α3 20 19 试管苗粗壮翠绿
α4 20 20 试管苗较粗壮翠绿
α5 20 18 试管苗较粗壮翠绿
从表 6 中可以看出，α3、α4 培养基上外植
体基本分化且无污染，α4 试管苗生长较好，α1、
α2 分化与生长状况相对较差。通过五组对比，
发现最佳培养基为 α4。因此，东北连翘初代培
养最佳植物激素质量浓度配比为 MS +
0． 1 mg·L －1NAA +2． 0 mg·L －16 － BA。
3． 3 最佳增殖培养植物激素配比
整理统计增值培养试验数据，结果见表 7。
表 7 增殖培养各组培养基增殖状况
Tab． 7 The proliferation condition of each medium of proliferation culture
培养基组别 接种数 /个 增殖数 /个 增殖率% 丛生芽长势
β1 20 10 50 丛生芽矮小发黄
β2 20 14 70 丛生芽矮小发黄
β3 20 14 70 丛生芽较粗壮翠绿
β4 20 16 80 丛生芽较粗壮翠绿
β5 20 20 100 丛生芽粗壮翠绿
从表 7 中可以看出，β5 组中增值率为
100%，丛生芽长势最好，粗壮、叶片翠绿。因
此，东北连翘增殖培养最佳植物激素质量浓度
配比 为 MS + 2． 0 mg · L －1 6 － BA +
0． 1 mg·L －1 NAA。
3． 4 最佳生根培养植物激素配比
整理统计生根培养的试验数据，结果见
表 8。
表 8 生根培养各组培养基生根状况
Tab． 8 The rooting condition of each medium of rooting culture
培养基组别 接种株数 /株 形成的总根数 /条 平均根数 /条·株 根长势
γ1 20 65 3． 25 根短、细弱
γ2 20 77 3． 85 根较长、细
γ3 20 105 5． 25 根长、粗壮
γ4 20 81 4． 05 根较长、粗壮
从表 8 中可以看出，γ3 组生根效果最好，
生根率为 100%，生根数量多，根长并且粗壮。
因此，东北连翘试管苗最佳生根植物激素质量
浓度配比为 1 /2MS + 0． 2 mg·L －1 NAA +
0． 2 mg·L －1 IBA。
4 结论
东北连翘组织培养初步试验结果显示，外
植体最佳消毒时间为 4 min，成活率为 84%，由
于东北连翘含有大量酚类化合物，导致外植体
高褐变而死亡，故灭菌时间不(下转第 22 页)
—81—
表 4 不同培养基和激素质量浓度对组培苗生根影响
Tab． 4 The effect of medium and hormone mass concentration on tissue culture seedling rooting
试验编号 培养基 IBA /m g·L －1 生根数 /个 生根率 /% 平均根长 /cm
1 1 /2MS 0． 1 6 46 2． 52
2 1 /2MS 0． 3 5 44 1． 73
3 1 /2MS 0． 5 3 39 3． 19
4 1 /2MS 1． 0 3 27 2． 91
5 1 /3MS 0． 1 6 59 2． 80
6 1 /3MS 0． 3 6 76 3． 75
7 1 /3MS 0． 5 5 55 3． 13
8 1 /3MS 1． 0 4 51 2． 83
从表 3 中可以看出，在 1 /2MS培养基中试
管苗基部启动较快，15 d 出现白色点状愈伤组
织，愈伤不断增大，后在愈伤上出现根状物;但
根状物易脱落，实为连接在愈伤组织上，并不是
真正意义上的根。在 1 /3MS 培养基中愈伤出
现量较少，其中 6 号生根培养基中试管苗生根
率最高，达到 76%，平均生根数为 6 条，根长达
到 3． 75 cm。
3 结论与讨论
通过两种类型外植体诱导试验发现，不同
激素配比对沙冬青不同外植体在诱导过程中的
影响不尽相同。种子萌发苗茎段在 MS +
1． 0 mg·L －16 － BA +0． 3 mg·L －1NAA中诱导
率最 高，MS + 0． 5 mg · L －1 6 － BA +
0． 3 mg·L －1NAA 对 1 a 生苗茎段诱导效果最
好。增殖阶段最佳培养基为 MS +0． 5 mg·L －1
6 － BA + 0． 3 mg· L －1 NAA。在生根培养中
1 /3MS培养基比 1 /2MS 培养基更为适合，在添
加 0． 3 mg·L －1 IBA 的 1 /3MS 培养基中，生根
率可达 76%。
关于沙冬青组织培养报导以往多集中于通
过先形成愈伤组织，再形成不定芽［5 ～ 7］。而利
用腋芽诱导丛生芽，只经过再分化过程即可分
化丛生芽，能最大限度地保持良好遗传稳定性，
从而减少变异率。
参考文献
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檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶檶
28 － 30．
(上接第 18 页)能过长;最佳启动分化与生长
的初代培养基植物激素质量浓度配比为 MS +
2． 0 mg·L －16 － BA + 0． 1 mg·L －1NAA，外植
体分化率可达 100%，试管苗生长状况良好;最
佳增殖培养基植物激素质量浓度配比为 MS +
2． 0 mg·L －16 － BA + 0． 1 mg·L －1 NAA，增值
率为 100%，丛生芽粗壮、叶片翠绿;最佳生根
培养基植物激素质量浓度配比为 1 /2MS +
0． 2 mg·L －1NAA + 0． 2 mg·L －1 IBA，生根率
为 100%，生根数量多，根长并且粗壮。
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