全 文 ：第25卷 第3期
2013年3月
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
Vol. 25, No. 3
Mar., 2013
文章编号：1004-0374(2013)03-0280-05
酿酒酵母HOG途径中Rck2结构与功能的研究进展
万　里1，田朝光2*
(1 天津大学药物科学与技术学院，天津 300072；2 中国科学院天津工业生物技术研究所，天津 300308)
摘　要：酿酒酵母 HOG途径是经典的 MAPK级联反应之一，也是酿酒酵母在高渗胁迫下进行信号转导、
调节细胞生长所必需的高度保守的一条途径。在细胞质中，存在着一种丝氨酸 /苏氨酸蛋白激酶 Rck2，
能被 Hog1磷酸化而具有激酶活性，在细胞生长过程中发挥重要作用。现对 Rck2结构与功能、Rck2转录
水平的调控以及下游底物研究进展、Rck2与氧化胁迫之间的关系等方面进行综述。
关键词：酿酒酵母；高渗胁迫；高渗透性甘油途径；Rck2
中图分类号：R379；Q933 文献标志码：A
The structural and functional research progress of Rck2
in HOG pathway of Saccharomyces cerevisiae
WAN Li1, TIAN Chao-Guang2*
(1 School of Pharmaceutical Science and Technology, Tianjin University, Tianjin 300072, China; 2 Tianjin Institute of
Industrial Biotechnology, Chinese Academy of Sciences, Tianjin 300308, China)
Abstract: HOG pathway is one of the classical MAP kinase cascades, as well as a high conserved and essential
pathway required by signal transduction and regulating cell growth under high osmolar conditions in Saccharomyces
cerevisiae. In cytoplasm, there is a Ser/Thr protein kinase Rck2, which shows kinase activity when phosphorylated
by Hog1, plays significant roles during the cell growth process. This review summarized the structure and function
of Rck2, the regulative mechanism at transcriptional level, the current research of its substrate, and the relationship
with oxidative stress.
Key words: Saccharomyces cerevisiae; high osmolar stress; HOG pathway; Rck2
收稿日期：2012-08-20； 修回日期：2012-11-12
基金项目：天津专项(10ZCKFSY00570)
*通信作者：E-mail: cgtian@gmail.com; Tel: 022-
84861947
在真核生物细胞中，促有丝分裂原活化蛋白激
酶 (mitogen-activated protein kinase cascades, MAPK)
级联反应是一种常见的，与细胞内不同生理过程相
关的细胞信号转导模式。这种信号转导模式在酿酒
酵母 (Saccharomyces cerevisiae)中研究得最为透彻。
其中高渗透性甘油 (HOG)途径是一种应答外界高
渗胁迫或氧化胁迫 [1-2]的MAPK途径，酿酒酵母通
过此途径来维持细胞内外渗透压的平衡来维持细胞
内环境的稳定性，以适应外界高渗的环境 [3]。当长
期处于高渗透性胁迫条件下时，酵母细胞便会因
HOG途径的持续激活而死亡 [4]。而 HOG途径中一
种蛋白激酶——Rck2[5-6]在这种因 HOG途径持续
激活而导致的细胞毒性的反应中有着关键性的作
用。Rck2也在维持细胞内核糖体蛋白的稳定性方
面有着重要功能 [7]。因此，从研究 Rck2的结构入
手来阐述其在不同生理过程中的功能显得尤为重要。
1　HOG-MAPK信号途径
与其他的 MAPK 途径一样，HOG 途径由三
个级联的蛋白激酶组成：MAPKKK、MAPKK和
MAPK[8]。HOG途径的核心蛋白激酶是Hog1 (MAPK)，
它是一种高度保守的蛋白，广泛分布于真核生物
中 [9]。在此途径中，Hog1能被 Pbs2 (MAPKK)特
异性地激活 [10]。在 Pbs2 的上游有两个分支途径
万　里，等：酿酒酵母HOG途径中Rck2结构与功能的研究进展第3期 281
(图 1)。第一个是 Sln1-Ypd1-Ssk1途径 [11]。Sln1是
一种位于细胞膜上的感知蛋白，在氧化胁迫过程中，
Sln1失去活性，通过 Ypd1-Ssk1磷酸化系统磷酸
化 Ssk2/Ssk22 (MAPKKK)[12]。另一个分支是 Sho1
途径，但其实际的高渗胁迫感知蛋白的组成还不清
楚。最近研究发现黏蛋白样的跨膜转运蛋白 Hkr1
和Msb2可能是这个分支途径的感知蛋白 [13]。Sho1
把细胞外信号通过 Cdc42和 Ste20等传递给 Ste11
(MAPKKK) [14]。两个分支途径中的任何一个MAPKKK
被激活，均能磷酸化 Pbs2。磷酸化的 Pbs2激活
Hog1，从而进入细胞核，通过磷酸化调控一系列转
录因子，如 Sko1[15]、Smp1[16]、Hot1[17-18]、Msn2/Msn4[19]
等，进而调节一系列基因的表达，以适应外界环境
的变化。
2　Rck2功能的研究
Rck2是Ca2+/钙调素依赖的蛋白激酶 [20]。Bilsland-
Marchesan等 [5]和 Teige等 [6]分别利用免疫共沉淀
和酵母双杂交的方法证明，Rck2是 Hog1在细胞质
中的直接底物；同时也证明，在高渗胁迫下，Rck2
被 Hog1磷酸化 [5]而具有激酶活性。
2.1　Rck2的结构
Rck2是一个由 610个氨基酸组成的蛋白激酶，
其结构见图 2。第 201位的赖氨酸 (K201)是其激酶
位点。Jiang等 [4]利用定点突变的方法证实 S520和
T379是 Rck2的两个磷酸化位点，且 T379的磷酸
化是以 S520的磷酸化为前提，即 S520是主要的磷
酸化位点。Bilsland-Marchesan等 [5]在研究 Rck2和
Hog1相互作用时发现，Hog1能与 Rck2 C端的 123
个氨基酸区域 (487-610)结合。Jiang等 [4]进一步证
实 Rck2 C 端的 R589 和 R590 是位于 Rck2 上的
Hog1的两个结合位点，它把 Hog1上游信号传递给
Rck2，从而引起 Rck2的磷酸化，激活 K201使得
Rck2具有激酶活性，进一步把信号传递给 Rck2的
下游底物。
2.2　Rck2结构与其功能的关系
在 HOG途径中，RCK2的缺失并不影响 HOG
途径对外界高渗胁迫的应答反应，即 rck2△缺失株
对高渗胁迫不敏感，但 Rck2的过量表达可以抑制
hog1△缺失株对高渗胁迫的敏感性，然而，过表达
Rck2的激酶突变体 (Rck2KD)则无法抑制这种敏感
性 [2,6]。这说明 Rck2的激酶位点决定了 hog1△缺
失株对高渗胁迫的敏感性。
另一方面，在半乳糖作为碳源的培养基中，过
量表达 Pbs2的突变体 Pbs2pDD可持续性激活 HOG
途径，这将导致细胞停止生长且最终死亡，但当在 S.
cerevisiae中敲除 RCK2时，这种由于 HOG途径持
续激活导致的细胞毒性便得到抑制 [4,20]。这些现象
表明，RCK2决定着细胞对这种毒性的敏感性。另外，
有研究发现在 HOG途径持续激活即细胞处于毒性
条件下，当 Rck2缺失其 C末端的 123个氨基酸区
域 (即 Rck2(△ 487-610))时，细胞并不能抑制这种
毒性，最终也会死亡 [4,21]。这表明 C末端的这 123
个氨基酸区域决定了细胞能否抑制 HOG途径持续
激活导致的细胞毒性。Rck2本身有一个自主激酶
抑制序列位于其 C末端的 123个氨基酸区域内 [21]
(图 2)，可以抑制其激酶活性。缺失这 123个氨基
酸相当于缺失了 Hog1与其结合的两个位点和自主
激酶抑制序列。Hog1无法通过这两个结合位点激
活 Rck2的激酶活性，但是自主抑制序列的缺失使
得其激酶活性的抑制得到解除，从而引起了 Rck2
的持续激活，亦即 HOG途径的持续激活，导致细
胞死亡。
图1 酿酒酵母HOG途经 图2 Rck2结构图
生命科学 第25卷282
进一步研究这 123个氨基酸区域发现，当
Rck2 的 C末端缺失 90 (即 Rck2(△ 521-610))或 60
个氨基酸 (即 Rck2(△ 551-610))时均不能抑制这种
细胞毒性，说明 Rck2的自主激酶抑制序列在其 C
末端的 60个氨基酸区域内。但当缺失 C末端的 27
个氨基酸 (即 Rck2(△ 584-610))时细胞存活，对这
种细胞毒性产生抗性 [21]，则进一步说明该抑制序
列不在 C末端的这 27个氨基酸区域内。由此可知，
Rck2的自主激酶抑制序列位于其 C末端的第 27
至第 60位氨基酸序列之间 (即 Rck2 551-584)的区
域内。
在研究 Rck2过量表达对细胞的影响时发现，
Rck2的过量表达会使其本身发生部分降解，但过
量表达 Rck2(△ 487-610)时发现这种部分降解现
象被消除 [4,20]。说明 Rck2 C末端的这 123个氨基
酸区域决定了 Rck2的稳定性。至于是哪一区域起
决定作用及其降解机制还不清楚。Swaminathan和
Sunnerhagen[22]发现在由 Zn2+引起的氧化胁迫下，
Rck2会发生降解，且这种降解依赖于液泡蛋白酶
Pep4。Rck2过量表达时发生的降解作用是否也依
赖于液泡蛋白酶 Pep4还有待于进一步研究。
3　RCK2转录水平的调控
de Nadal等 [16]在研究 Hog1和 Smp1之间的关
系时发现，Smp1是受 Hog1调节的转录因子。与野
生型相比，hog1△、smp1△及 hog1△ smp1△缺
失株在稳定期的活力大大下降，说明 Smp1 参与了
调节稳定期细胞活力的过程。另一方面，Burtner
等 [23]利用随机筛选的方法从 S. cerevisiae中筛选出
了 8个基因缺失株。与野生型相比，这些基因的缺
失株的细胞寿命 (chronological life span, CLS)均长
于野生型，特别是在稳定期差别最为明显，其中包
括 rck2△缺失株，即 RCK2在调节细胞 CLS的过
程中发挥一定的作用。
Smp1和 Rck2均参与 CLS的调节过程，但两
者的关系目前还未有报道。在 SGD (http://www.
yeastgenome.org/)中，本课题组发现，受 Smp1调
控的基因启动子区有两个保守的假定结合位点
(binding motifs)，分别是 ACTACTAWWWWTAG和
TAATTA，这两个位点是 Smp1作为转录因子调节
其下游基因转录的结合位点。分析 RCK2启动子序
列 (SGD)发现，在 RCK2启动子区也有这两个序列
(图 3)。不难发现，RCK2可能是受 Smp1调控的基
因。这一猜想则需要定点突变技术及电泳迁移率实
验 (electrophoretic mobility shift assay, EMSA) 做进
一步验证。
4　Rck2与其下游底物的研究
Rck2是钙调素蛋白激酶家族成员之一 [6]，在
HOG途径中受 Hog1的磷酸化使其具有激酶活性而
向下游传递信号。Bilsland等 [2]利用免疫共沉淀的
方法发现，在 Zn2+胁迫下，Rck2与 Zn2+转运蛋白
Zrc1结合。Costanzo等 [24]构建了 S. cerevisiae的基
因大规模遗传学相互关联图谱，发现在 S. cerevisiae
中约 75%的基因在遗传学上都存在着相互关联，其
中与 RCK2相互关联的有 BFA1和 CDC3。Breitkreutz
等 [25]利用蛋白质复合物的质谱分析方法鉴定了由
1 844个蛋白相互作用组成的 KPI (kinase and pho-
图3 RCK2启动子区与Smp1结合的两个位点
万　里，等：酿酒酵母HOG途径中Rck2结构与功能的研究进展第3期 283
sphatase interaction)网络，在此网络中发现 Atp4是
与 Rck2结合的一个蛋白。Fasolo等 [26]利用蛋白
质微序列技术发现能与 Rck2相互作用的蛋白有
Ipl1、Ack1、Apn1、Avo2、YMR178W。但上述研
究对 Rck2下游底物均未做进一步系统的研究。
Swaminathan等 [7]研究表明，在氧化胁迫下 Rck2
参与核糖体活性的调节。本课题组在 SGD数据库
中找出了 51个编码核糖体的非必需基因，猜测
Rck2下游底物有可能是这 51个基因编码的蛋白中
的一个或几个。要找出 Rck2的下游底物或与 Rck2
相互作用的蛋白，最直接的方法即是酵母双杂交，
随后利用表型实验、免疫共沉淀、Western blot等一
系列实验方法进行进一步的验证。
5　Rck2与氧化胁迫
Hog1上游的两个分支组成与氧化胁迫抗性有
关 [27]。Bilsland等 [2]也发现 Hog1能被氧化胁迫和
重金属离子胁迫激活。Rck2作为Hog1的下游底物，
在氧化胁迫中也有着极其重要的作用。研究发现在
氧化胁迫时，Hog1的磷酸化依赖于 Pbs2, 而 Rck2
作为 Hog1的下游底物，也发生了磷酸化。过量表达
Rck2可抑制 hog1△缺失株对氧化胁迫的敏感性 [2]。
亦即当调控 Rck2的 Hog1缺失时，Rck2也能发生
磷酸化具有活性。另外，当 Hog1的上游蛋白 Pbs2
(图 1)缺失时，Rck2也能发生部分磷酸化 [2]。这两
点充分说明在氧化胁迫下，Rck2并不仅仅只受 Hog1
的调控，更多的途径参与了 Rck2的磷酸化过程。
Swaminathan等 [7]发现与高渗胁迫 [28]一样，
氧化胁迫能引起有活性的多聚核糖体的分离。与野
生型相比，rck2△缺失株中多聚核糖体的数量下降
得更明显，然而在细胞内过量表达 Rck2激酶失活
突变体 (Rck2KD)时，并没有出现多聚核糖体数量
减少的现象，但细胞中的多聚核糖体是没有活性的，
表明在氧化胁迫下，Rck2特别是其 201位的激酶
位点，对多聚核糖体的活性有着决定性的作用。
6　小结
HOG途径是细胞适应外界高渗胁迫的主要应
答途径，Rck2作为此途径中的一种蛋白激酶，不
仅在 HOG途径信号转导过程中扮演着重要的作用，
而且在交配信息素信号转导途径中，Rck2的磷酸
化能抑制此途径中的核心蛋白激酶 Fus3的翻译 [29]，
进一步表明了 Rck2与其他MAPK信号转导途径的
紧密关系。Rck2不是 HOG途径应答短暂高渗胁迫
所必需的，但它在 S. cerevisiae中表达丰富，这两
者存在着一定的矛盾关系。Rck2的结构如何决定
其功能，在转录水平的调控及其影响细胞寿命的机
制还不清楚，Rck2与氧化胁迫及其他MAPK途径
之间存在着怎样的一种关系，都还需要进一步探究。
[参　考　文　献]
[1] Bermejo C, Rodrıguez E, Garcıa R, et al. The sequential
activation of the yeast HOG and SLT2 pathways is
required for cell survival to cell wall stress. Mol Biol Cell,
2008, 19(3): 1113-24
[2] Bilsland E, Molin C, Swaminathan S, et al. Rck1 and
Rck2 MAPKAP kinases and the HOG pathway are required
for oxidative stress resistance. Mol Microbiol, 2004,
53(6): 1743-56
[3] Brewster JL, de Valoir T, Dwyer ND, et al. An osmosensing
signal transduction pathway in yeast. Science, 1993,
259(5102): 1760-3
[4] Jiang L, Niu S, Clines KL, et al. Analyses of the effects of
Rck2p mutants on Pbs2pDD-induced toxicity in
Saccharomyces cerevisiae identify a MAP kinase docking
motif, and unexpected functional inactivation due to acidic
substitution of T379. Mol Genet Genomics, 2004, 271(2):
208-19
[5] Bilsland-Marchesan E, Arino J, Saito H, et al. Rck2 kinase
is a substrate for the osmotic stress-activated mitogen-
activated protein kinase Hog1. Mol Cell Biol, 2000,
20(11): 3887-95
[6] Teige M, Scheikl E, Reise V, et al. Rck2, a member of the
calmodulin-protein kinase family, links protein synthesis
to high osmolarity MAP kinase signaling in budding yeast.
Proc Natl Acad Sci USA, 2001 98(10): 5625-30
[7] Swaminathan S, Masek T, Molin C, et al. Rck2 is required
for reprogramming of ribosomes during oxidative stress.
Mol Biol Cell, 2006, 17(3): 1472-82
[8] Saito H, Posas F. Response to hyperosmotic stress.
Genetics, 2012, 192(2): 289-318
[9] Krantz M, Becit E, Hohmann S. Comparative genomics of
the HOG-signalling system in fungi. Curr Genet, 2006,
49(3): 137-51
[10] Hohmann S. Osmotic stress signaling and osmoadaptation
in yeasts. Microbiol Mol Biol Rev, 2002, 66(2): 300-72
[11] Posas F, Wurgler-Murphy SM, Maeda T, et al. Yeast
HOG1 MAP kinase cascade is regulated by a multistep
phosphorelay mechanism in the SLN1-YPD1-SSK1 "two-
component" osmosensor. Cell, 1996, 86(6): 865-75
[12] Posas F, Saito H. Activation of the yeast SSK2 MAP
kinase kinase kinase by the SSK1 two-component response
regulator. EMBO J, 1998, 17(5): 1385-94
[13] Tatebayashi K, Tanaka K, Yang HY, et al. Transmembrane
mucins Hkr1 and Msb2 are putative osmosensors in the
SHO1 branch of yeast HOG pathway. EMBO J, 2007,
26(15): 3521-33
[14] Posas F, Witten EA, Saito H. Requirement of STE50 for
osmostress-induced activation of the STE11 mitogen-
生命科学 第25卷284
activated protein kinase kinase kinase in the high-
osmolarity glycerol response pathway. Mol Cell Biol,
1998, 18(10): 5788-96
[15] Proft M, Serrano R. Repressors and upstream repressing
sequences of the stress-regulated ENA1 gene in Saccharo-
myces cerevisiae: bZIP protein Sko1p confers HOG-
dependent osmotic regulation. Mol Cell Biol, 1999, 19(1):
537-46
[16] de Nadal E, Casadomé L, Posas F. Targeting the MEF2-
like transcription factor Smp1 by the stress-activated Hog1
mitogen-activated protein kinase. Mol Cell Biol, 2003,
23(1): 229-37
[17] Alepuz PM, Jovanovic A, Reiser V, et al. Stress-induced
map kinase Hog1 is part of transcription activation
complexes. Mol Cell, 2001, 7(4): 767-77
[18] Rep M, Reiser V, Gartner U, et al. Osmotic stress-induced
gene expression in Saccharomyces cerevisiae requires
Msn1p and the novel nuclear factor Hot1p. Mol Cell Biol,
1999, 19(8): 5474-85
[19] Rep M, Krantz M, Thevelein JM, et al. The transcriptional
response of Saccharomyces cerevisiae to osmotic shock.
Hot1p and Msn2p/Msn4p are required for the induction of
subsets of high osmolarity glycerol pathway-dependent
genes. J Biol Chem, 2000, 275(12): 8290-300
[20] Marc L, Melcher JT. Identification and characterization of
the CLK1 gene product, a novel CaM kinase-like protein
kinase from the yeast Saccharomyces cerevisiae. J Biol
Chem, 1996, 271(47): 29958-68
[21] 许珊. 酿酒酵母Rck2蛋白的结构与功能研究[D]. 天津:
天津大学, 2007
[22] Swaminathan S, Sunnerhagen P. Degradation of Saccharo-
myces cervisiae Rck2 upon exposure of cells to high levels
of zinc is dependent on Pep4. Mol Genet Genomics, 2005,
273(5): 433-9
[23] Burtner CR, Murakami CJ, Olsen B, et al. A genomic
analysis of chronological longevity factors in budding
yeast. Cell Cycle, 2011, 10(9): 1385-96
[24] Costanzo M, Baryshnikova A, Bellay J, et al. The genetic
landscape of a cell. Science, 2010, 327(5964): 425-31
[25] Breitkreutz A, Choi H, Jeffrey RS, et al. A global protein
kinase and phosphatase interaction network in yeast.
Science, 2010, 328(5981): 1043-6
[26] Fasolo J, Sboner A, Mark G, et al. Diverse protein kinase
interactions identified by protein microarrays reveal novel
connections between cellular processes. Genes Dev, 2011,
25(7): 767-78
[27] Singh KK. The Saccharomyces cerevisiae Sln1p-Ssk1p
two-component system mediates response to oxidative
stress and in an oxidant-specific fashion. Free Radic Biol
Med, 2000, 29(10): 1043-50
[28] Molin C, Jauhiainen A, Warringer J, et al. mRNA stability
changes precede changes in steady-state mRNA amounts
during hyperosmotic stress. RNA, 2009, 15(4): 600-14
[29] Naqiec MJ, Dohlman HG. Checkpoints in a yeast
differentiation pathway coordinate signaling during
hyperosmotic stress. PLoS Genetics, 2012, 8(1): e1002437