全 文 ：　 核 农 学 报　 ２０１４，２８（１２）：２１５９ ～ ２１６６
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｕｃｌｅａｒ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ
收稿日期：２０１４⁃０４⁃２５　 接受日期：２０１４⁃０６⁃２３
基金项目：国家花生产业技术体系项目（ＣＡＲＳ⁃１４），山东省自然基金项目（ＺＲ２０１１ＣＱ０３６，ＺＲ２０１２ＣＱ０３１），国家自然科学基金项目（３１０００７２８，
３１１００２０５，３１２００２１１），青岛市科技计划应用基础研究项目［１２⁃１⁃４⁃１１⁃（２）⁃ｊｃｈ］，农业部油料作物生物学与遗传育种重点实验室开放课
题基金（２０１４０１０）
作者简介：陈娜，女，助理研究员，主要从事花生抗逆分子机制研究。 Ｅ⁃ｍａｉｌ： ｃｈｅｎｎａ７９４８＠ １６３． ｃｏｍ
通讯作者：禹山林， 男，研究员，主要从事花生遗传育种研究。 Ｅ⁃ｍａｉｌ： ｙｓｈａｎｌｉｎ１９５６＠ １６３． ｃｏｍ
文章编号：１０００⁃８５５１（２０１４）１２⁃２１５９⁃０８
花生中胁迫相关基因 ＡｈＤＨＮ１ 的克隆
及非生物胁迫下表达分析
陈　 娜１ 　 胡冬青２ 　 潘丽娟１ 　 迟晓元１，３ 　 陈明娜１ 　 王　 通１
王　 冕１ 　 杨　 珍１ 　 禹山林１
（ １山东省花生研究所，山东 青岛　 ２６６１００； ２ 青岛市出入境检验检疫局，山东 青岛　 ２６６００１；
３ 中国农业科学院油料作物研究所 ／农业部油料作物生物学与遗传育种重点实验室，湖北 武汉　 ４３００６２）
摘　 要：低温、高盐和干旱胁迫严重影响作物的生长和产量。 为了挖掘花生逆境胁迫相关功能基因，本研
究以花生品种花育 ３３ 号为试验材料，根据 ｃＤＮＡ文库中已知的脱水素（ｄｅｈｙｄｒｉｎ， Ｄｈｎ）基因全长序列设
计引物，通过 ＲＴ⁃ＰＣＲ克隆到该基因，并命名为 ＡｈＤＨＮ１。 该基因编码框为 ３８４ｂｐ，编码 １２８ 个氨基酸。
序列分析表明该氨基酸序列含有两个保守的富含赖氨酸片段和一个保守的富含丝氨酸片段，表明该蛋
白为 Ｋ２Ｓ型脱水素。 荧光定量 ＰＣＲ 结果显示，ＡｈＤＨＮ１ 基因在花生的叶片和根中对低温没有明显响
应，对高盐和干旱胁迫则有明显响应，说明该基因可能参与了花生对高盐和干旱胁迫的适应性调控。 本
研究为阐明花生抗逆分子机理提供了理论基础，为花生抗逆分子育种提供了新的基因资源。
关键词：花生； 脱水素； 表达分析； 非生物胁迫
ＤＯＩ：１０􀆰 １１８６９ ／ ｊ． ｉｓｓｎ． １００⁃８５５１􀆰 ２０１４􀆰 １２． ２１５９
　 　 干旱、低温、高盐等非生物胁迫不仅严重影响植物
的生长发育还大大降低了作物的产量。 为了能在不利
的环境中生存，植物形成了一系列独特的防御和适应
机制来增强对恶劣环境的适应能力，其中脱水素是变
化最为突出的蛋白之一［１］。 脱水素（ ｄｅｈｙｄｒｉｎ， Ｄｈｎ）
又名 ＬＥＡ ＩＩ 蛋白，是胚胎发育后期丰富蛋白 （ ｌａｔｅ
ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｅｓｉｓ ａｂｕｎｄａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎｓ， ＬＥＡ） 的一类［２］。
脱水素具有 ３ 类非常保守的区域：Ｋ、Ｓ和 Ｙ片段，
其中 Ｋ片段是所有脱水素共同具有的［３］。 Ｋ 片段富
含赖氨酸，通常位于 Ｃ 端，具有 １ ～ １２ 个拷贝，通常由
１５ 个氨基酸残基组成（ＥＫＫＧＩＭＤＫＩＫＥＫＬＰＧ），其中也
可能存在某些单核苷酸的置换或结构上的修饰［３］。 Ｓ
片段（又称丝氨酸簇）是由 ５ ～ ７ 个丝氨酸残基组成的
区域，一般位于 Ｋ片段之间或紧跟 Ｋ片段。 丝氨酸簇
磷酸化可能与核定位信号有关，参与脱水蛋白的入核
过程。 Ｎ －末端同感顺序（Ｙ －片段），它的序列为（Ｖ ／
Ｔ）ＤＥＹＧＮＰ，通常有 １ ～ ３ 个串联拷贝，推测其与植物
和细菌分子伴侣的核酸结合位点有同源性［４］。 根据
脱水素结构中含有的保守片段将其可分为 ５ 种亚类：
ＹｎＳＫ２（ｎ ＝ １ ～ ３），ＳＫｎ（ｎ ＝ １ ～ ３），Ｋｎ（ｎ ＝ ２ ～ ９），Ｙ２Ｋｎ
（ｎ ＝ １ ～ ２）和 ＫｎＳ［５］。
大量研究表明在非生物胁迫下，植物脱水素的表
达和积累与植物抗逆性之间存在着正相关关系［６ － １３］。
橡树 ＱｒＤｈｎ１ 基因编码的 ＹｎＳＫ２型脱水素在受精卵胚
胎形成晚期或仅在受渗透或干旱胁迫的植物体细胞胚
中表达； 而其他两个脱水素基因的编码 Ｋｎ型的脱水
素仅在植物体细胞胚和受干旱胁迫的橡树幼苗中表
达［７］。 小麦 ＤＨＮ － ５ 基因在胚胎形成期表达，或在受
到 ＡＢＡ和盐胁迫诱导的营养组织中表达［８］。 大麦中
已发现多个脱水素基因，其中 Ｄｈｎ１⁃ ４、Ｄｈｎ７、Ｄｈｎ９ 和
９５１２
核　 农　 学　 报 ２８ 卷
Ｄｈｎ１０ 受干旱胁迫后在胚芽，中胚轴和种子根部的表
达量上调，但不受低温胁迫的诱导；Ｄｈｎ５、Ｄｈｎ８ 和
Ｄｈｎ１３ 受干旱和低温胁迫的诱导；Ｄｈｎ６、Ｄｈｎ１１ 和
Ｄｈｎ１２ 既不受干旱也不受低温胁迫的诱导［９］。 苹果中
的 ２ 个脱水素基因 ＭｄＤｈｎ１ 和 ＭｄＤｈｎ３ 在干旱 ２ 周后
表达［１０］。 Ｍｉｎｇｅｏｔ等［１１］对欧洲苦苣 ４℃ 冷处理 ４ ｄ 后
发现，脱水素基因 ＣｉＤＨＮ１ 和 ＣｉＤＨＮ２ 基因在根部的
表达量与对照（１５℃）相比显著提高；处理 ７ ｄ 后这 ２
个基因在根部的表达量更高。 通过对 ＣｉＤＨＮ１ 和
ＣｉＤＨＮ２ 启动子的分析发现其序列中存在低温和 ＡＢＡ
诱导相关元件。 荠菜幼苗在干旱、低温、高盐及 ＡＢＡ
胁迫下，其脱水素基因 ＢｊＤＨＮ２ 和 ＢｊＤＨＮ３ 的表达均受
到诱导，ＢｊＤＨＮ２ 和 ＢｊＤＨＮ３ 转基因酵母的耐寒能力得
到明显提高，转基因烟草耐盐能力增强［１２］。 Ｂｒｉｎｉ
等［８］研究发现 ＤＨＮ － ５ 转基因拟南芥对干旱和盐胁迫
抗性均明显增强，并且证明可能是渗透机制在发挥作
用。 Ｗａｈｉｄ等［１３］首次在热胁迫 ２ ～ ３ｄ 的甘蔗中发现
了 ３ 个脱水素蛋白，表明该家族蛋白对高温胁迫也有
响应。 以上研究表明，脱水素蛋白在植物非生物胁迫
抗性调控中具有重要功能。 然而花生中鲜有关脱水素
功能的报导。
花生是重要的油料作物，不利的生长环境对其产
量有很大的影响。 然而花生中有关非生物胁迫调控的
分子生物学研究较少，处于起步阶段。 目前一些基因
已经被证明可能参与了花生非生物胁迫的调控并得到
了克隆［１４ － １８］。 Ｗａｎ等［１９］和 Ｗａｎｇ等［２０］等通过将花生
基因转化拟南芥证明花生中泛素连接酶和 Ｇｅｒｍｉｎ⁃ｌｉｋｅ
家族蛋白可能参与了拟南芥对干旱或高盐胁迫的调
控。 除了以上报道，花生抵抗非生物胁迫的分子机理
研究未见更深入的报道，花生抗逆基因的挖掘还有等
进一步研究。 本研究通过序列分析从本研究组构建的
花生 ｃＤＮＡ文库中找到了一个编码脱水素的基因，根
据该基因已知序列通过 ＲＴ⁃ＰＣＲ的方法从花生品种花
育 ３３ 中克隆到了基因全长。 通过荧光定量 ＰＣＲ 发
现，花生 ＡｈＤＨＮ１ 基因对干旱和高盐胁迫有明显响应，
对低温胁迫没有响应，表明该基因可能参与了花生对
干旱和高盐胁迫的抗性调节。 本研究为花生抗逆分子
育种提供了新的基因资源。
１　 材料与方法
１􀆰 １　 试验材料与试剂
１􀆰 １􀆰 １　 试剂　 总 ＲＮＡ 提取试剂盒、ＴＯＰ１０ 感受态细
胞购自北京天根生化科技有限公司。 ＬＡ ＴａｑＴＭ ＤＮＡ
聚合酶， ｐＭＤ１８⁃Ｔ 载体，荧光定量 ＰＣＲ 所用 ＳＹＢＲ
Ｐｒｅｍｉｘ Ｅｘ Ｔａｑ 聚合酶，Ｍ⁃ＭＬＶ反转录酶均购自宝生物
工程（大连）有限公司。 凝胶回收试剂盒、质粒提取试
剂盒购自美国 Ｏｍｅｇａ生物技术公司。
１􀆰 １􀆰 ２　 植物材料　 本研究所用材料为花生品种花育
３３ 号，该品种是由山东省花生研究所禹山林研究员通
过杂交育种选育到的高产抗逆新品种。 花生种子在营
养土与蛭石（２∶ １）的混合土中萌发，之后在光照 ／黑暗
周期为 １６ ／ ８ｈ（２８ ／ ２２℃）的光照培养箱中生长，待花生
幼苗生长到三叶期后进行低温、高盐和干旱胁迫处理。
对于非生物胁迫下表达模式研究，低温处理时，将
生长于土中的花生幼苗置于光照培养箱中，温度设定
为 ４℃；用 ＮａＣｌ和 ＰＥＧ６０００ 进行处理时，将花生幼苗
从土中拔出，将根部土小心冲洗干净后直接浸泡到
２００ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ＮａＣｌ或 ２０％ ＰＥＧ６０００ 溶液中。 所有处
理均在处理后 ０、１、３、６、１２、２４、４８ 和 ７２ｈ 分别取叶片
和根，液氮冷冻保存，作为后续实验材料。
１􀆰 ２　 方法
１􀆰 ２􀆰 １　 ＲＮＡ提取与 ｃＤＮＡ合成　 样品总 ＲＮＡ提取用
北京天根生化科技有限公司的 ＲＮｅａｓｙ Ｍｉｎｉ Ｋｉｔ 试剂
盒，详细方法参考其使用说明。 合成 ｃＤＮＡ 前将提取
的 ＲＮＡ用 ＤＮａｓｅＩ处理以去除 ＤＮＡ 污染。 用 Ｍ⁃ＭＬＶ
反转录酶进行 ｃＤＮＡ合成，每 ２５ μＬ反应体系中加入 ２
μｇ ＲＮＡ；在 ４２℃进行反转录反应 １ ｈ，之后置冰上冷
却 ５ ｍｉｎ。
１􀆰 ２􀆰 ２　 基因全长的扩增 根据 ｃＤＮＡ 文库中已知的花
生脱水素基因的全长序列，设计扩增该基因全长的引
物， 序 列 为： ５′⁃ＣＡＡＧＡＴＧＴＣＡＧＧＡＡＴＣＡＴＧＣ⁃３′ 和
５′⁃ＧＴＡＡＴＧＧＣＧＧＡＧＡＡＧＡＴＣＴＡ⁃３′。以 ｃＤＮＡ 为模板，
通过 ＲＴ⁃ＰＣＲ 扩增该基因。 ＰＣＲ 反应条件如下：（１）
９４℃，２ ｍｉｎ；（２）９４℃，３０ｓ；５２℃，３０ｓ；７２℃，１ｍｉｎ；３５ 个
循环；（３）７２℃，１０ ｍｉｎ。
１􀆰 ２􀆰 ３　 序列分析
１􀆰 ２􀆰 ３􀆰 １　 序列的网上比对与分析　 将所测得的序列
利用 ＮＣＢＩ （ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｃｅｎｔｅｒ ｏｆ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｉｎｆｏｒ⁃
ｍａｔｉｏｎ） 网站 （ ｈｔｔｐ： ／ ／ ｗｗｗ． ｎｃｂｉ． ｎｌｍ． ｎｉｈ． ｇｏｖ） 上的
ＢＬＡＳＴ进行基因序列的相似性及同源性查找，并利用
这些序列进行基因同源性的比较， ｃＤＮＡ 全长序列
ＯＲＦ 分析用 ＯＲＦ ｆｉｎｄｅｒ 在线分析 ｈｔｔｐ： ／ ／ ｗｗｗ． ｎｃｂｉ．
ｎｌｍ． ｎｉｈ． ｇｏｖ。
１􀆰 ２􀆰 ３􀆰 ２　 氨基酸序列分析 　 根据所测得基因的
ｃＤＮＡ序列推导氨基酸序列，利用序列分析工具对其
进行分析：采用 Ｐｒｏｔｐａｒａｍ （ ｈｔｔｐ： ／ ／ ｗｅｂ． ｅｘｐａｓｙ． ｏｒｇ ／
ｐｒｏｔｐａｒａｍ ／ ）预测蛋白的基本物理化学性质；蛋白的结
０６１２
　 １２ 期 花生中胁迫相关基因 ＡｈＤＨＮ１ 的克隆及非生物胁迫下表达分析
构功能域在 ｈｔｔｐ： ／ ／ ｐｆａｍ． ｓａｎｇｅｒ． ａｃ． ｕｋ 上进行分析；蛋
白的二级结构预测采用 ＳＯＰＭ Ｓｅｃｏｎｄａｒｙ Ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ
Ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ Ｍｅｔｈｏｄ （ ｈｔｔｐ： ／ ／ ｎｐｓａ⁃ｐｂｉｌ． ｉｂｃｐ． ｆｒ ／ ｃｇｉ⁃ｂｉｎ ／
ｎｐｓａ ＿ ａｕｔｏｍａｔ． ｐｌ？ ｐａｇｅ ＝ ｎｐｓａ ＿ ｓｏｐｍ． ｈｔｍｌ ）；利用
ＰｒｏｔＣｏｍｐ（ ｈｔｔｐ： ／ ／ ｌｉｎｕｘ１． ｓｏｆｔｂｅｒｒｙ． ｃｏｍ ／ ｂｅｒｒｙ． ｐｈｔｍｌ？
ｔｏｐｉｃ ＝ ｉｎｄｅｘ＆ｇｒｏｕｐ ＝ ｐｒｏｇｒａｍｓ＆ｓｕｂｇｒｏｕｐ ＝ ｐｒｏｌｏｃ）分析
蛋白质的亚细胞定位情况。
１􀆰 ２􀆰 ４　 系统发育分析　 选取 ＧｅｎＢａｎｋ 中不同物种的
脱水素 （ ＤＨＮ）蛋白，采用 ＤＮＡｍａｎ 软件的 ｍｕｌｔｉｐｌｅ
ａｌｉｇｎｍｅｎｔ进行多序列比对分析，创建一个不同来源的
ＤＨＮ多序列的比对结果；系统发生和进化的分析在比
对的基础上用 ＤＮＡｍａｎ 软件完成，系统进化树采用
ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ方法构建。
注：框中为脱水素蛋白 ＡｈＤＨＮ１ 的保守序列。
Ｎｏｔｅ： Ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｗａｓ ｍａｒｋｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｂｌａｃｋ ｆｒａｍｅ．
图 １　 花生 ＡｈＤＨＮ１ 基因的核苷酸及氨基酸序列
Ｆｉｇ． １　 Ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎｄ ｄｅｄｕｃｅｄ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＡｈＤＨＮ１
１􀆰 ２􀆰 ５　 荧光定量 ＲＴ⁃ＰＣＲ　 进行荧光定量 ＰＣＲ时，先
将 ｃＤＮＡ样品稀释到 ８ ｎｇ·μＬ － １，每反应体系中加 ２
μＬ稀释后的 ｃＤＮＡ。 荧光定量 ＰＣＲ仪采用瑞士 Ｒｏｃｈｅ
公司的 ＬｉｇｈｔＣｙｃｌｅｒ ２􀆰 ０ ｉｎｓｔｒｕｍｅｎｔ ｓｙｓｔｅｍ。 反应条件：
（１）预变性：９５℃，１０ｓ；（２）扩增：９５℃，５ｓ；６０℃，３０ｓ；
７２℃，１０ｓ；４０ 个循环；（３）绘制溶解曲线：温度每 １０ ｓ
升高 ０􀆰 ５℃。 本试验所用的内参基因为 Ａｃｔｉｎ１１，每个
样品重复三次，采用 ｄｅｌｔａ⁃ｄｅｌｔａ Ｃｐ 方法分析数据。 荧
光定量所用引物如下：Ａｃｔｉｎ１１ 引物为 ５′⁃ＴＴＧＧＡＡＴＧＧＧ
ＴＣＡＧＡＡＧＧＡＴＧＣ⁃３′和 ５′⁃ＡＧＴＧＧＴＧＣＣＴＣＡＧＴＡＡＧＡＡ
ＧＣ⁃３′；ＡｈＤＨＮ１ 引物为 ５′⁃ＡＧＡＡＧＡＡＧＡＡＧＡＡＧＡＡＧＧ
ＡＴＡＡ⁃３′和 ５′⁃ＣＴＣＡＣＡＡＧＴＣＡＣＡＡＣＴＡＴＧＡ⁃３′。
２　 结果与分析
２􀆰 １　 花生脱水素蛋白基因 ＡｈＤＨＮ１ 的克隆和序列分
析
通过序列分析在本研究组构建的花生 ｃＤＮＡ文库
中找到了一个编码脱水素蛋白的基因，该基因包含完
整的开放阅读框。 根据已知基因全长设计引物，以花
生品种花育 ３３ 号植株叶片 ｃＤＮＡ 为模板，通过 ＲＴ⁃
ＰＣＲ扩增得到了该基因全长。 该基因开放阅读框全
长为 ３８４ｂｐ，编码 １２８ 个氨基酸（图 １）。 在 ＮＣＢＩ 网站
上通过 Ｂｌａｓｔ软件进行序列比对，发现该基因编码的氨
基酸序列与大豆中的两个脱水素蛋白 ＧｍＳＬＴＩ６６ 和
ＧｍＳＬＴＩ６２９ 及葡萄柚的脱水素蛋白 ＣｐＤＨＮ 有较高的
同源性（图 ２），将其命名为 ＡｈＤＨＮ１。 序列分析结果
表明，该蛋白氨基酸序列 Ｃ 端含有两个富含赖氨酸
（Ｋ）的片段和一个富含丝氨酸（Ｓ）的片段，而 Ｎ 端则
缺少 Ｙ 片段，推测该蛋白为 Ｋ２Ｓ 型脱水素蛋白（图
１）。
２􀆰 ２　 ＡｈＤＨＮ１ 氨基酸序列分析
利用 ＰｒｏｔＰａｒａｍ 分析显示，ＡｈＤＨＮ１ 的理论分子量
为 １３􀆰 ８２ｋＤ，理论等电点为 ６􀆰 ３２，平均亲水系数（ｇｒａｎｄ
ａｖｅｒａｇｅ ｏｆ ｈｙｄｒｏｐａｔｈｉｃｉｔｙ， ＧＲＡＶＹ）是 － １􀆰 ６９８；通过蛋
１６１２
核　 农　 学　 报 ２８ 卷
注：Ａｈ： 花生；Ｇｍ： 大豆；Ｃｐ： 葡萄柚。
Ｎｏｔｅ： Ａｈ： Ａｒａｃｈｉｓ ｈｙｐｏｇａｅａ； Ｇｍ： Ｇｌｙｃｉｎｅ ｍａｘ； Ｃｐ： Ｃｉｔｒｕｓ ｐａｒａｄｉｓｉ．
图 ２　 花生 ＡｈＤＨＮ１ 与其它物种脱水素蛋白的氨基酸序列比对
Ｆｉｇ． ２　 Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｄｅｄｕｃｅｄ ａｍｉｎｏ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＡｈＤＨＮ１ ｗｉｔｈ ＤＨＮｓ ｆｒｏｍ ｏｔｈｅｒ ｓｐｅｃｉｅｓ
白质亚细胞定位工具预测，该蛋白可能定位于细胞核
中。 蛋白质二级结构预测结果显示，ＡｈＤＨＮ１ 中 α 螺
旋占 ２２􀆰 ６６％ ， β 折叠占 １４􀆰 ０６％ ，无规则卷曲占
５１􀆰 ５６％ ，延伸链占 １１􀆰 ７２％ ；保守结构域预测结果表
明该蛋白没有保守结构域。
注：Ａｈ：花生；Ｇｍ：大豆；Ｔｒ：三叶草；Ｏｓ：水稻；Ｚｍ：玉米；Ｃｐ：葡萄柚；Ｃｕ：温州蜜柑；
Ｐｖ：阿月浑子树；Ｃｈ：榛树；Ａｔ：拟南芥；Ｎｔ：烟草；Ｍｔ：蒺藜苜蓿。
Ｎｏｔｅ：Ａｈ： Ａｒａｃｈｉｓ ｈｙｐｏｇａｅａ； Ｇｍ： Ｇｌｙｃｉｎｅ ｍａｘ； Ｔｒ： Ｔｒｉｆｏｌｉｕｍ ｒｅｐｅｎｓ； Ｏｓ： Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ； Ｚｍ： Ｚｅａ Ｍａｙｓ； Ｃｐ： Ｃｉｔｒｕｓ
ｐａｒａｄｉｓｅ； Ｃｕ： Ｃｉｔｒｕｓ ｕｎｓｈｉｕ； Ｐｖ： Ｐｉｓｔａｃｉａ ｖｅｒａ； Ｃｈ： Ｃｏｒｙｌｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌａ； Ａｔ： Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ； Ｎｔ： Ｎｉｃｏｔｉａｎａ 　 　 　
ｔａｂａｃｕｍ； Ｍｔ： Ｍｅｄｉｃａｇｏ ｔｒｕｎｃａｔｕｌａ．
图 ３　 花生 ＡｈＤＨＮ１ 与其他物种脱水素蛋白的系统进化分析
Ｆｉｇ． ３　 Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＤＨＮｓ ｉｎ ｐｅａｎｕｔ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｓｐｅｃｉｅｓ
根据花生、大豆、葡萄柚、榛树、玉米和水稻等植物
中的脱水素蛋白氨基酸序列进行序列比对，构建系统
进化树。 初步的系统进化分析结果显示（图 ３），脱水
素蛋白的进化基本符合植物进化分类，花生 ＡｈＤＨＮ１
与豆科植物大豆及三叶草中的脱水素聚在一起，说明
它们具有较近的亲缘关系；与其它双子叶植物如葡萄
柚、烟草、榛树、拟南芥等的 ＤＨＮ蛋白则相距较远。 相
近物种或同一物种的同一家族蛋白在进化上亲缘关系
更近，例如大豆中的脱水素蛋白 ＧｍＳＬＴＩ６２９ 和
ＧｍＳＬＴＩ６６，水稻和玉米中的脱水素蛋白 ＤＨＮ１３。 然而，
脱水素蛋白的进化并不完全符合植物发育进化规律，如
花生、大豆中的脱水素与单子叶植物水稻和玉米的脱水
素蛋白在亲缘关系上比拟南芥、烟草等双子叶植物更
近；豆科植物苜蓿的脱水素蛋白并没有与花生、大豆的
脱水素聚在一起，而是相聚较远。 这些现象表明同源脱
水素在生物进化过程中发生了较大的变异。
２􀆰 ３　 ＡｈＤＨＮ１ 基因在非生物胁迫下的表达变化
为研究 ＡｈＤＨＮ１ 在花生非生物胁迫抗性调节中的
功能，通过荧光定量 ＰＣＲ分别检测了花生根和叶片中
２６１２
　 １２ 期 花生中胁迫相关基因 ＡｈＤＨＮ１ 的克隆及非生物胁迫下表达分析
该基因在低温、高盐及干旱胁迫下的表达情况（图 ４）。
由图 ４ 可知，ＡｈＤＨＮ１ 在转录水平上的表达对低
温胁迫没有明显响应，对高盐及干旱胁迫均有响应，但
响应模式及响应组织有所差异。 ＡｈＤＨＮ１ 的表达在花
生根和叶片中对低温均没有明显响应，随着低温处理
时间的延长，其表达量基本不变 （图 ４ － Ａ、图 ４ －
Ａ′）。 在 ＰＥＧ６０００ 模拟的干旱胁迫处理下，ＡｈＤＨＮ１
的表达在花生根中没有明显变化（图 ４ － Ｂ′），但是在
图 ４　 ＡｈＤＨＮ１ 基因在花生根和叶片中在低温、高盐和干旱胁迫下的表达模式分析
Ｆｉｇ． ４　 Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＡｈＤＨＮ１ ｉｎ ｐｅａｎｕｔ ｒｏｏｔｓ ａｎｄ ｌｅａｖｅｓ ｕｎｄｅｒ ｃｏｌｄ， ｓａｌｔ ａｎｄ ｄｒｏｕｇｈｔ ｓｔｒｅｓｓｅｓ
花生叶片中干旱处理 １ ｈ 后表达量即上调 ２ 倍以上，
处理 ６ ｈ后表达量显著上升，上调倍数在 ５０ 倍以上，
至 ７２ ｈ表达量达到最高，最高上调倍数在 ９６ 倍左右
（图 ４ － Ｂ）。 高盐胁迫下 ＡｈＤＨＮ１ 在花生叶片和根中
均有响应，在花生叶片中 ＡｈＤＨＮ１ 在盐胁迫处理 ６ ｈ
后表达量上调 ２ 倍以上，此后上调量变化不大，至 ７２ ｈ
上调倍数约 ２􀆰 ５ 倍（图 ４ － Ｃ）；高盐胁迫下 ＡｈＨＤＮ１ 在
花生根中的表达变化较花生叶片显著，盐处理 ３ ｈ 后
上调量即达 ６ 倍以上，至 １２ ｈ 表达量达到最高，此后
该基因的表达随着处理时间的延长逐渐降低 （图 ４ －
Ｃ′）。
综上所述，ＡｈＨＤＮ１ 在花生根和叶片中对低温胁
迫响应均不明显，在花生根中对高盐胁迫响应明显，而
在花生叶片中则对干旱胁迫具有非常显著地响应。
３　 讨论
花生是我国重要的油料作物，低温、高盐和干旱等
非生物胁迫可以影响其萌发、生长、开花、产量
等［２１ － ２２］。 鉴定参与花生非生物胁迫调控的关键基因，
是通过基因工程技术培育高产抗逆花生种质的基础。
目前，花生基因组测序工作尚未完成，序列拼接与组装
工作尚未开始，大量的功能基因仍未获得全长，因此功
能基因的克隆与鉴定仍是目前花生中非生物胁迫研究
３６１２
核　 农　 学　 报 ２８ 卷
工作的重要组成部分。
脱水素是一种植物中广泛存在的亲水性蛋白，它
具有高度热稳定性，能够保护植物细胞免受细胞脱水
的伤害［４］。 脱水素基因能够被多种逆境条件，包括干
旱、盐、高温和低温，以及 ＡＢＡ诱导表达［６］。 本研究通
过 ＲＴ⁃ＰＣＲ从花生中克隆到了一个编码花生脱水素蛋
白的基因，并对其氨基酸序列进行了分析。 序列比对
结果表明，花生中的脱水素与大豆和葡萄柚等植物中
的脱水素同源性较高（图 ２），在进化树中与豆科植物
聚在一起（图 ３），表明该蛋白在植物进化过程中比较
保守，同时也暗示其在功能上的保守性。
脱水素蛋白因含有的不同保守片段的被分为 Ｙｎ
ＳＫ２（ｎ ＝ １ ～ ３），ＳＫｎ（ｎ ＝ １ ～ ３），Ｋｎ（ｎ ＝ ２ ～ ９），Ｙ２Ｋｎ（ｎ
＝ １ ～ ２）和 ＫｎＳ［６］５ 个亚类。。 氨基酸序列分析结果显
示，花生 ＡｈＤＨＮ１ 蛋白含有 ２ 个 Ｋ 片段和 １ 个 Ｓ 片
段，推测其为 Ｋ２Ｓ型脱水素。 研究表明不同类型的脱
水素蛋白对各种胁迫响应具有不同的模式。 其中，Ｙｎ
ＳＫ２ 型脱水蛋白在 ５ 类脱水蛋白中数量最多，是碱性
或中性蛋白，主要受干旱和 ＡＢＡ 诱导调节，但不被低
温诱导［４］。 如大麦 ＤＨＮ１、ＤＨＮ２、ＤＨＮ３、ＤＨＮ４、ＤＨＮ６
和 ＤＨＮ９，都属于 ＹｎＳＫ２ 型脱水蛋白［２３］，ＡＢＡ 或干旱
胁迫处理可以诱导其在幼苗中的积累，而低温不会产
生这种效应。 但大麦脱水蛋白 ＤＨＮ１２ 也属于这种类
型，却只能在胚胎发育时期特异表达，任何环境胁迫都
不能诱导其在其他组织中表达［２４］。 相反，酸性或中性
的 ＳＫｎ、Ｋｎ、Ｙ２Ｋｎ型蛋白优先可被低温诱导，在干旱和
ＡＢＡ下有少量可被诱导。 例如，小麦 ＷＣＯ４１０ （ ＳＫ３
型） 可在维管组织中受低温诱导［２５］； 软粒小麦
ＷＣＳ１２０（Ｋ９ 型）蛋白家族与 ＤＨＮ５ 几乎同源，这类蛋
白的合成由低温特定诱导，而积累水平与小麦对寒冷
的承受能力相关［２６］。 豇豆 ＤＨＮ１（Ｙ２Ｋｎ型）脱水素与
种子在发芽过程中耐受性密切相关［２７ － ２８］。 Ｋｎ Ｓ 型脱
水素对干旱和低温表现出应答，如：大豆和大麦中一个
ＫＳ 型脱水素受低温和 ＡＢＡ 的诱导［２９ － ３０］；柑橘中 Ｋ２Ｓ
型脱水素受低温和干旱诱导［３１］。 本研究结果与已有
研究结果不完全一致。 根据本研究荧光定量 ＰＣＲ 结
果，花生 Ｋ２Ｓ型脱水素基因 ＡｈＤＨＮ１ 对低温胁迫无响
应，对高盐和干旱胁迫则有明显响应（图 ４），推测可能
是花生中该脱水素基因在进化过程中序列变异较大造
成的。 此外，ＡｈＤＨＮ１ 在花生不同组织中的表达模式
也不尽相同，例如在干旱胁迫下 ＡｈＤＨＮ１ 在根中完全
不受诱导，但在叶片中表达量却有显著升高；而高盐胁
迫下正相反，ＡｈＤＨＮ１ 在根中的表达受诱导程度明显
高于在叶片中的表达。 推测该基因在干旱和高盐胁迫
下可能具有不同的调控机理，干旱胁迫下主要在叶片
中发挥功能，而高盐胁迫下则主要在根中发挥功能。
以上结果表明，脱水素蛋白在植物非生物胁迫过程中
具有复杂的响应模式，暗示了其功能上的复杂性。
本研究初步证明了花生脱水素基因的表达受干旱
和高盐胁迫的诱导，可能参与了花生干旱胁迫和盐胁
迫的抗性调控过程。 下一步将通过转基因手段将该基
因转入花生或拟南芥中，对该基因在花生对非生物胁
迫适应性中的功能做详细分析，对其可能的作用机制
做进一步研究。
４　 结论
本研究克隆了花生脱水素蛋白基因 ＡｈＤＨＮ１。 该
基因编码的蛋白属于 Ｋ２Ｓ 型脱水素，可能定位于细胞
核中。 ＡｈＤＨＮ１ 的表达不受低温胁迫诱导，在盐胁迫
花生根中及干旱胁迫下的花生叶片中表达则受到明显
诱导，推测该基因可能参与了花生对盐胁迫和干旱胁
迫的抗性调控。
参考文献：
［ １ ］ 　 Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ｄｅｈｙｄｒｉｎｓ： ａ ｃｏｍｍｏｎａｌｉｔｙ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ
ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ［ Ｊ］ ． Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔｒｕｍ， １９９７，
１００（２）： ２９１ － ２９６
［ ２ ］　 Ｂｉｅｓ － Ｅｔｈèｖｅ Ｎ， Ｇａｕｂｉｅｒ⁃Ｃｏｍｅｌｌａ Ｐ， Ｄｅｂｕｒｅｓ Ａ， Ｌａｓｓｅｒｒｅ Ｅ， Ｊｏｂｅｔ
Ｅ， Ｒａｙｎａｌ Ｍ， Ｃｏｏｋｅ Ｒ， Ｄｅｌｓｅｎｙ Ｍ． Ｉｎｖｅｎｔｏｒｙ， ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ａｎｄ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ＬＥＡ （ ｌａｔｅ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｅｓｉｓ
ａｂｕｎｄａｎｔ） ｐｒｏｔｅｉｎ ｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ ［ Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ
Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ， ２００８， ６７（１ ／ ２）： １０７ － １２４
［ ３ ］　 Ａｌｌａｇｕｌｏｖａ Ｃ Ｒ， Ｇｉｍａｌｏｖ Ｆ Ｒ， Ｓｈａｋｉｒｏｖａ Ｆ Ｍ， Ｖａｋｈｉｔｏｖ Ｖ Ａ． Ｔｈｅ
ｐｌａｎｔ ｄｅｈｙｄｒｉｎｓ： ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｐｕｔａｔｉｖｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ［Ｊ］ ． Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ
（Ｍｏｓｃｏｗ）， ２００３， ６８（９）： ９４５ － ９５１
［ ４ ］　 Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ｄｅｈｙｄｒｉｎｓ： ｅｍｅｒｇｅｎｃｅ ｏｆ ａ ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｒｏｌｅ ｏｆ ａ ｆａｍｉｌｙ ｏｆ
ｐｌａｎｔ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ［ Ｊ］ ． Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａｒｕｍ， １９９６， ９７
（４）： ７９５ － ８０３
［ ５ ］　 Ｈａｎｉｎ Ｍ， Ｂｒｉｎｉ Ｆ， Ｅｂｅｌ Ｃ， Ｔｏｄａ Ｙ， Ｔａｋｅｄａ Ｓ， Ｍａｓｍｏｕｄｉ Ｋ． Ｐｌａｎｔ
ｄｅｈｙｄｒｉｎｓ ａｎｄ ｓｔｒｅｓｓ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ： ｖｅｒｓａｔｉｌｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｆｏｒ ｃｏｍｐｌｅｘ
ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｓｉｇｎａｌｉｎｇ ＆ Ｂｅｈａｖｉｏｒ， ２０１１， ６（１０）： １５０３
－ １５０９
［ ６ ］　 Ｚｈａｎｇ Ｙ Ｘ， Ｗａｎｇ Ｚ， Ｘｕ Ｊ． Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｉｎ
ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ ｐｌａｎｔ ［ Ｊ］ ． Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｎａｔｕｒａｌ
Ｓｃｉｅｎｃｅ， ２００７， １７（３）： ２３７ － ２４６
［ ７ ］　 Ｓｕｎｄｅｒｌ íｋｏｖá Ｖ， Ｓａｌａｊ Ｊ， Ｋｏｐｅｃｋｙ Ｄ， Ｓａｌａｊ Ｔ， Ｗｉｌｈｅｍ Ｅ，
Ｍａｔｕｓíｋｏｖá Ｉ． Ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｇｅｎｅｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｒｅｃａｌｃｉｔｒａｎｔ
ｏａｋ （Ｑｕｅｒｃｕｓ ｒｏｂｕｒ） ｅｍｂｒｙｏｓ ［ Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓ， ２００９， ２８
（７）： １０１１ － １０２１
［ ８ ］　 Ｂｒｉｎｉ Ｆ， Ｈａｎｉｎ Ｍ， Ｌｕｍｂｒｅｒａｓ Ｖ， Ａｍａｒａ Ｉ， Ｋｈｏｕｄｉ Ｈ， Ｈａｓｓａｉｒｉ Ａ，
Ｐａｇèｓ Ｍ， Ｍａｓｍｏｕｄｉ Ｋ． Ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｗｈｅａｔ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ＤＨＮ － ５
４６１２
　 １２ 期 花生中胁迫相关基因 ＡｈＤＨＮ１ 的克隆及非生物胁迫下表达分析
ｅｎｈａｎｃｅｓ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｏ ｓａｌｔ ａｎｄ ｏｓｍｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ
［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓ， ２００７， ２６（１１）： ２０１７ － ２０２６
［ ９ ］　 Ｔｏｍｍａｓｉｎｉ Ｌ， Ｓｖｅｎｓｓｏｎ Ｊ Ｔ， Ｒｏｄｒｉｇｕｅｚ Ｅ Ｍ， Ｗａｈｉｄ Ａ， Ｍａｌａｔｒａｓｉ
Ｍ， Ｋａｔｏ Ｋ， Ｗａｎａｍａｋｅｒ Ｓ， Ｒｅｓｎｉｋ Ｊ， Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｇｅｎｅ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｐｒｏｖｉｄｅｓ ａｎ ｉｎｄｉｃａｔｏｒ ｏｆ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｎｄ ｄｒｏｕｇｈｔ
ｓｔｒｅｓｓ： ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ⁃ｂａｓｅｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ Ｂａｒｌｅｙ （Ｈｏｒｄｅｕｍ ｖｕｌｇａｒｅ Ｌ． ）
［Ｊ］ ． Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ＆ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ Ｇｅｎｏｍｉｃｓ， ２００８， ８（４）： ３８７ － ４０５
［１０］　 Ｗｉｓｎｉｅｗｓｋｉ Ｍ， Ｂａｓｓｅｔｔ Ｃ， Ｎｏｒｅｌｌｉ Ｊ， Ｍａｃａｒｉｓｉｎ Ｄ， Ａｒｔｌｉｐ Ｔ， Ｇａｓｉｃ
Ｋ， Ｋｏｒｂａｎ Ｓ． Ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔａｇ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ
ａｐｐｌｅ （ Ｍａｌｕｓ ｘ ｄｏｍｅｓｔｉｃａ ‘Ｒｏｙａｌ Ｇａｌａ ＇） ｔｏ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｎｄ
ｗａｔｅｒ ｄｅｆｉｃｉｔ ［Ｊ］ ． Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔｒｕｍ， ２００８， １３３（２）： ２９８ － ３１７
［１１］　 Ｍｉｎｇｅｏｔ Ｄ， Ｄａｕｃｈｏｔ Ｎ， Ｖａｎ Ｃｕｔｓｅｍ Ｐ， Ｗａｔｉｌｌｏｎ Ｂ． Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓａｔｉ⁃
ｏｎ ｏｆ ｔｗｏ ｃｏｌｄ ｉｎｄｕｃｅｄ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｇｅｎｅｓ ｆｒｏｍ Ｃｉｃｈｏｒｉｕｍ ｉｎｔｙｂｕｓ Ｌ
［Ｊ］ ． Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ Ｒｅｐｏｒｔｓ， ２００９， ３６（７）： １９９５ － ２００１
［１２］　 Ｘｕ Ｊ， Ｚｈａｎｇ Ｙ Ｘ， Ｇｕａｎ Ｚ Ｑ， Ｗｅｉ Ｗ， Ｈａｎ Ｌ， Ｃｈａｉ Ｔ Ｙ．
Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｗｏ ｄｅｈｙｄｒｉｎｓ ｕｎｄｅｒ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ
ｓｔｒｅｓｓｅｓ ｉｎ Ｂｒａｓｓｉｃａ ｊｕｎｃｅａ Ｌ ［ Ｊ］ ． Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｒｅｅｄｉｎｇ， ２００８， ２１
（４）： ４３１ － ４３８
［１３］　 Ｗａｈｉｄ Ａ， Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒｉｎｓ ｕｎｄｅｒ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ａｎｄ
ｔｈｅｉｒ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｗｉｔｈ ｗａｔｅｒ ｒｅｌａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｕｇａｒｃａｎｅ ｌｅａｖｅｓ ［ Ｊ ］ ．
Ｂｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａｒｕｍ， ２００７， ５１（１）： １０４ － １０９
［１４］　 Ｄａｖｅ Ｒ Ｓ， Ｍｉｔｒａ Ｒ Ｋ． Ａ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎｄｕｃｅｄ ａｐｏｐｌａｓｔｉｃ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ Ａｒａｃｈｉｓ ｈｙｐｏｇａｅａ ［Ｊ］ ． Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， １９９８， ４９（８）：
２２０７ － ２２１３
［１５］　 Ｄａｖｅ Ｒ Ｓ， Ｍｉｔｒａ Ｒ Ｋ． Ｐａｒｔｉａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃＤＮＡ ｃｌｏｎｅ ｏｆ
ａ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ ｆｒｏｍ ｇｒｏｕｎｄｎｕｔ ［ Ｊ］ ． Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ
Ａｒａｃｈｉｓ Ｎｅｗｓｌｅｔｔｅｒｓ， ２０００， ２０： ３６ － ３７
［１６］　 Ｒｕｄｒａｂｈａｔｌａ Ｐ， Ｒａｊａｓｅｋｈａｒａｎ Ｒ． Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌｌｙ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｄｕａｌ⁃
ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ｋｉｎａｓｅ ｆｒｏｍ ｐｅａｎｕｔ ｔｈａｔ ｉｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓ
［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ， ２００２， １３０（１）： ３８０ － ３９０
［１７］　 Ｔａｎｇ Ｙ Ｙ， Ｗａｎｇ Ｃ Ｔ， Ｙａｎｇ Ｇ Ｐ， Ｆｅｎｇ Ｔ， Ｇａｏ Ｈ Ｙ， Ｗａｎｇ Ｘ Ｚ，
Ｃｈｉ Ｘ Ｙ， Ｘｕ Ｙ Ｌ， Ｗｕ Ｑ， Ｃｈｅｎ Ｄ Ｘ． Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｈｉｌｌｉｎｇ⁃
ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｓ ｉｎ ｐｅａｎｕｔ （ Ａｒａｃｈｉｓ ｈｙｐｏｇａｅａ Ｌ． ） ［ Ｊ ］ ．
Ｅｌｅｃｔｒｏｎｉｃ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， ２０１２， １４（５）： １ － １３
［１８］　 姜宝杰， 陈华， 张冲， 邓烨， 蔡铁城， 石新国， 庄伟建． 环境胁
迫诱导的花生全长 ｃＤＮＡ文库的构建及序列分析 ［ Ｊ］， 核农学
报， ２０１３， ２７（ ５）： ５４５ － ５５１
［１９］　 Ｗａｎ Ｘ， Ｍｏ Ａ， Ｌｉｕ Ｓ，Ｙａｎｇ Ｌ， Ｌｉ Ｌ． Ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ａ
ｐｅａｎｕｔ ｕｂｉｑｕｉｎｔｉｎ⁃ ｃｏｎｊｕｇａｔｉｎｇ ｅｎｚｙｍｅ ｇｅｎｅ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｃｏｎｆｅｒｓ
ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｗａｔｅｒ⁃ｓｔｒｅｓｓ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｈｒｏｕｇｈ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｔｒｅｓｓ⁃
ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ［ Ｊ ］ ． Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ
Ｂｉｏｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ， ２０１１， １１１（４）： ４７８ － ８４
［２０］　 Ｗａｎｇ Ｔ， Ｃｈｅｎ Ｘ， Ｚｈｕ Ｆ， Ｌｉ Ｈ， Ｌｉ Ｌ， Ｙａｎｇ Ｑ， Ｃｈｉ Ｘ， Ｙｕ Ｓ，
Ｌｉａｎｇ Ｘ． Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｅａｎｕｔ ｇｅｒｍｉｎ⁃ｌｉｋｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ， ＡｈＧＬＰｓ
ｉｎ ｐｌａｎｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ａｎｄ ｄｅｆｅｎｓｅ ［ Ｊ］ ． Ｐｌｏｓ ＯＮＥ， ２０１３， ８ （４）：
ｅ６１７２２
［２１］ 　 万书波． 中国花生栽培学（第 １ 版） ［Ｍ］． 上海： 上海科学技术
出版社， ２００３：１６ － ２０
［２２］　 胡晓辉， 孙令强， 苗华荣， 石运庆， 陈静． 不同盐浓度对花生品
种耐盐性鉴定指标的影响 ［Ｊ］ ． 山东农业科学， ２０１１， １１： ３５ －
３７
［２３］　 Ｃｈｏｉ Ｄ Ｗ， Ｚｈｕ Ｂ， Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ｔｈｅ ｂａｒｌｅｙ （Ｈｏｒｄｅｕｍ ｖｕｌｇａｒｅ Ｌ． ）
ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｍｕｌｔｉｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ： ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ， ａｌｌｅｌｅ ｔｙｐｅｓ， ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ
ａｓｓｉｇｎｍｅｎｔｓ， ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｏｆ １１ Ｄｈｎ ｇｅｎｅｓ ｏｆ ｃｖ
Ｄｉｃｋｔｏｏ ［Ｊ］ ． Ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ａｎｄ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｇｅｎｅｔｉｃｓ， １９９９， ９８： １２３４ －
１２４７
［２４］ 　 Ｃｈｏｉ Ｄ Ｗ， Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ａ ｎｅｗｌｙ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｂａｒｌｅｙ ｇｅｎｅ， Ｄｈｎ１２，
ｅｎｃｏｄｉｎｇ ａ ＹＳＫ２ ＤＨＮ， ｉｓ ｌｏｃａｔｅｄ ｏｎ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ ６Ｈ ａｎｄ ｈａｓ
ｅｍｂｒｙｏ⁃ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ［ Ｊ］ ． Ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ａｎｄ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｇｅｎｅｔｉｃｓ，
２０００， １００（８）： １２７４ － １２７８
［２５］ 　 Ｄａｎｙｌｕｋ Ｊ， Ｐｅｒｒｏｎ Ａ， Ｈｏｕｄｅ Ｍ， Ｌｉｍｉｎ Ａ， Ｆｏｗｌｅｒ Ｂ， Ｂｅｎｈａｍｏｕ Ｎ，
Ｓａｒｈａｎ Ｆ． Ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｃｉｄｉｃ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｉｎ ｔｈｅ ｖｉｃｉｎｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ
ｐｌａｓｍａ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄｕｒｉｎｇ ｃｏｌｄ ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｗｈｅａｔ ［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ，
１９９８， １０（４）： ６２３ － ６３８
［２６］　 Ｈｏｕｄｅ Ｍ， Ｄａｎｙｌｕｋ Ｊ， Ｌａｌｉｂｅｒｔé Ｊ Ｆ， Ｒａｓｓａｒｔ Ｅ， Ｄｈｉｎｄｓａ Ｒ Ｓ，
Ｓａｒｈａｎ Ｆ． Ｃｌｏｎｉｎｇ， ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ， ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ａ ｃＤＮＡ
ｅｎｃｏｄｉｎｇ ａ ５０⁃ｋｉｌｏｄａｌｔｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎ ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｃｏｌｄ
ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ ｉｎ ｗｈｅａｔ ［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ， １９９２， ９９（４）：１３８１ －
１３８７
［２７］ 　 Ｉｓｍａｉｌ Ａ Ｍ， Ｈａｌｌ Ａ Ｅ， Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ． Ａｌｌｅｌｉｃ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｄｅｈｙｄｒｉｎ
ｇｅｎｅ ｃｏｓｅｇｒｅｇａｔｅｓ ｗｉｔｈ ｃｈｉｌｌｉｎｇ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｄｕｒｉｎｇ ｓｅｅｄｌｉｎｇ ｅｍｅｒｇｅｎｃｅ
［Ｊ］ ． Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ
Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａ， １９９９， ９６（２３）： １３５６６ － １３５７０
［２８］ 　 Ｚｈａｎｇ Ｙ Ｘ， Ｗａｎｇ Ｚ， Ｘｕ Ｊ． Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｉｎ
ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ ｐｌａｎｔ ［ Ｊ］ ． Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｎａｔｕｒａｌ
Ｓｃｉｅｎｃｅ， ２００７， １７（３）： ２３７ － ２４６
［２９］　 Ｙａｍａｓａｋｉ Ｙ， Ｋｏｅｈｌｅｒ Ｇ， Ｂｌａｃｋｌｏｃｋ Ｂ Ｊ， Ｒａｎｄａｌｌ Ｓ Ｋ． Ｄｅｈｙｄｒｉｎ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｓｏｙｂｅａｎ ［ Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，
２０１３， ７０： ２１３ － ２２０
［３０］　 Ｒｏｄｒíｇｕｅｚ Ｅ Ｍ， Ｓｖｅｎｓｓｏｎ Ｊ Ｔ， Ｍａｌａｔｒａｓｉ Ｍ， Ｃｈｏｉ Ｄ Ｗ， Ｃｌｏｓｅ Ｔ Ｊ．
Ｂａｒｌｅｙ Ｄｈｎ１３ ｅｎｃｏｄｅｓ ａ ＫＳ⁃ｔｙｐｅ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｗｉｔｈ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅ ａｎｄ
ｓｔｒｅｓｓ ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ［ Ｊ］ ． Ｔｈｅｏｒｅｔｉｃｌ ａｎｄ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｇｅｎｅｔｉｃｓ，
２００５， １１０（５）： ８５２ － ８５８
［３１］　 Ｓａｎｃｈｅｚ － Ｂａｌｌｅｓｔａ Ｍ Ｔ， Ｒｏｄｒｉｇｏ Ｍ Ｊ， Ｌａｆｕｅｎｔｅ Ｍ Ｔ， Ｇｒａｎｅｌｌ Ａ，
Ｚａｃａｒｉａｓ Ｌ． Ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｆｒｏｍ ｃｉｔｒｕｓ， ｗｈｉｃｈ ｃｏｎｆｅｒｓ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
ａｎｄ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ ａｃｔｉｖｉｔｙ， ｉｓ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅ ａｎｄ ｈｉｇｈｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ
ｉｎ ｔｈｅ ｆｌａｖｅｄｏ ｏｆ ｆｒｕｉｔ ｂｕｔ ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｔｏ ｃｏｌｄ ａｎｄ ｗａｔｅｒ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ
［Ｊ］ ． Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， ２００４， ５２ （７）：
１９５０ － １９５７
５６１２
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｕｃｌｅａｒ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ
２０１４，２８（１２）：２１５９ ～ ２１６６
Ｃｌｏｎｉｎｇ ｏｆ ａ Ｄｅｈｙｄｒｉｎ Ｇｅｎｅ ＡｈＤＨＮ１ ａｎｄ Ｉｔｓ Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
Ａｎａｌｙｓｉｓ Ｄｕｒｉｎｇ Ａｂｉｏｔｉｃ Ｓｔｒｅｓｓｅｓ ｉｎ Ｐｅａｎｕｔ
ＣＨＥＮ Ｎａ１ 　 ＨＵ Ｄｏｎｇ⁃ｑｉｎｇ２ 　 ＰＡＮ Ｌｉ⁃ｊｕａｎ１ 　 ＣＨＩ Ｘｉａｏ⁃ｙｕａｎ１，３ 　 ＣＨＥＮ Ｍｉｎｇ⁃ｎａ１
ＷＡＮＧ Ｔｏｎｇ１ 　 ＷＡＮＧ Ｍｉａｎ１ 　 ＹＡＮＧ Ｚｈｅｎ１ 　 ＹＵ Ｓｈａｎ⁃ｌｉｎ１
（ １ Ｓｈａｎｄｏｎｇ Ｐｅａｎｕｔ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ， Ｑｉｎｇｄａｏ，Ｓｈａｎｄｏｎｇ　 ２６６１００； ２ Ｑｉｎｇｄａｏ Ｅｎｔｒｙ⁃Ｅｘｉｔ Ｉｎｓｐｅｃｔｉｏｎ ａｎｄ Ｑｕａｒａｎｔｉｎｅ Ｂｕｒｅａｕ，
Ｑｉｎｇｄａｏ，Ｓｈａｎｄｏｎｇ　 ２６６００１； ３ Ｋｅｙ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｂｉｌｏｇｙ ａｎｄ Ｇｅｎｅｔｉｃ Ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ｏｆ Ｏｉｌ Ｃｒｏｐｓ， Ｍｉｎｉｓｔｒｙ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ／
Ｏｉｌ Ｃｒｏｐｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ， Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｗｕｈａｎ，Ｈｕｂｅｉ　 ４３００６２）
Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｃｒｏｐ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｙｉｅｌｄ ａｒｅ ｓｔｒｏｎｇｌｙ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｄ ｂｙ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｄｒｏｕｇｈｔ， ｓａｌｔ ａｎｄ ｃｏｌｄ． Ｔｏ ｓｃｒｅｅｎ
ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｅｓ ｒｅｌａｔｅｄ ｔｏ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｅａｎｕｔ， ｗｅ ｃｌｏｎｅｄ ｔｈｅ ｆｕｌｌ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒｉｎ ｇｅｎｅ ＡｈＤＨＮ１ ｆｒｏｍ
ｐｅａｎｕｔ （Ａｒａｃｈｉｓ ｈｙｐｏｇａｅａ Ｌ． ｃｕｌｔｉｖａｒ ‘Ｈｕａｙｕ３３’） ｔｈｒｏｕｇｈ ＲＴ⁃ＰＣＲ ｍｅｔｈｏｄ． Ｔｈｅ ｏｐｅｎ ｒｅａｄｉｎｇ ｆｒａｍｅ ｏｆ ＡｈＤＨＮ１ ｉｓ
３８４ｂｐ ｉｎ ｌｅｎｇｔｈ ａｎｄ ｅｎｃｏｄｅｓ １２８ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ． Ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ＡｈＤＨＮ１ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｔｗｏ Ｋ⁃ ｓｅｇｍｅｎｔｓ
ａｎｄ ｏｎｅ Ｓ⁃ ｓｅｇｍｅｎｔ， ｗｈｉｃｈ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ＡｈＤＨＮ１ ｐｒｏｔｅｉｎ ｂｅｌｏｎｇｅｄ ｔｏ Ｋ２Ｓ ｔｙｐｅ ｄｅｈｙｄｒｉｎ． Ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ
ＡｈＤＨＮ１ ｕｎｄｅｒ ｖａｒｉｏｕｓ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓ ｗａｓ ｄｅｔｅｃｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｒｅａｌ ｔｉｍｅ ＲＴ⁃ＰＣＲ． Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ＡｈＤＨＮ１ ｈａｄ ｎｏ ｏｂｖｉｏｕｓ ｃｈａｎｇｅ ｕｎｄｅｒ ｃｏｌｄ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ ｐｅａｎｕｔ ｌｅａｖｅｓ ａｎｄ ｒｏｏｔｓ． Ｈｏｗｅｖｅｒ， ＡｈＤＨＮ１ ｗａｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｄｉｓｔｉｎｃｔｌｙ
ｄｕｒｉｎｇ ｓａｌｔ ａｎｄ ｄｒｏｕｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｉｎ ｅｉｔｈｅｒ ｌｅａｖｅｓ ｏｒ ｒｏｏｔｓ． Ｔｈｅｓｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ＡｈＤＨＮ１ ｍａｙ ｐａｒｔｉｃｉｐａｔｅ ｉｎ ｔｈｅ
ｓａｌｔ ａｎｄ ｄｒｏｕｇｈｔ ｓｔｒｅｓｓ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｅａｎｕｔ． Ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｐｒｏｖｉｄｅｓ ａ ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｅｌｕｃｉｄａｔｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ
ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｉｎ ｐｅａｎｕｔ ａｎｄ ｐｒｏｖｉｄｅｓ ｎｅｗ ｇｅｎｅ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｆｏｒ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｂｒｅｅｄｉｎｇ ｏｆ ｐｅａｎｕｔ．
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ：Ｐｅａｎｕｔ； Ｄｅｈｙｄｒｉｎ； Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎａｌｙｓｉｓ； Ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓ
６６１２