全 文 :植物生理学报 Plant Physiology Journal 2016, 52 (5): 736–744 doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.0706736
收稿 2016-01-12 修定 2016-04-22
资助 国家自然科学基金(31460057)和石河子大学博士基金项目
(RCZX200908)。
* 通讯作者(E-mail: lxyshz@126.com)。
NaCl胁迫对酸枣幼苗AsA-GSH循环的影响
吕新民, 杨怡帆, 鲁晓燕*, 靳娟, 樊新民
石河子大学农学院, 特色果蔬栽培生理与种质资源利用兵团重点实验室, 新疆石河子832000
摘要: 以酸枣水培幼苗为试材, 研究不同浓度NaCl处理下酸枣幼苗根、茎和叶中还原型抗坏血酸(AsA)、氧化型抗坏血酸
(DHA)、还原型谷胱甘肽(GSH)、氧化型谷胱甘肽(GSSG)含量和抗坏血酸过氧化物酶(APX)、谷胱甘肽还原酶(GR)、脱
氢抗坏血酸还原酶(DHAR)以及单脱氢抗坏血酸还原酶(MDHAR)活性的变化。试验数据表明, 与对照相比, 随着NaCl处理
浓度的升高, 酸枣幼苗根、茎和叶中AsA含量均增加; DHA含量也呈上升趋势; 叶片中AsA/DHA比值呈先上升后下降的趋
势; 叶中GSH含量变化呈现先升高后下降的趋势; 200 mmol∙L-1 NaCl处理下茎中GSSG含量显著升高; 茎中GSH/GSSG比值
呈先升高后下降的趋势; 酸枣幼苗各器官中APX活性随着NaCl浓度的升高逐渐下降; GR活性、MDHAR活性与对照相比存
在显著差异。总之, 高浓度的NaCl胁迫下, 酸枣幼苗根、茎和叶中AsA、DHA含量增加, APX活性下降; 茎和叶中GSSG含
量增加。NaCl胁迫下, 酸枣幼苗AsA-GSH循环中催化AsA再生的主要酶可能是MDHAR。
关键词: 酸枣; NaCl胁迫; AsA-GSH循环
不同程度盐碱危害的耕地约占新疆耕地总面
积的1/3, 盐碱化已成为新疆农业开发和持续发展
的重大限制条件和阻碍因素(胡明芳等2012)。近
10年新疆枣树产业发展迅猛, 2013年新疆红枣种
植总面积为486 141 hm2, 已发展为新疆地区第一
林果产业(新疆维吾尔自治区统计局2014), 但很多
枣园由于土壤碱性过强, 缺苗问题严重, 生长量减
少, 在盐碱地上栽培的枣树存在不同程度的盐害,
影响了枣果的产量、品质及枣产业的发展(朱锐
2010)。优质枣树主要靠嫁接繁殖, 其耐盐性主要
取决于砧木, 酸枣(Ziziphus acidojujuba C. Y. Cheng
et M. J. Liu)具有抗干旱、耐盐碱的特性, 常用作枣
的优良砧木(刘孟军和汪民2009)。因此, 研究酸枣
的耐盐机制, 对提高枣的耐盐性以及利用盐碱地
资源发展枣树产业具有重要意义。
植物细胞内活性氧(reactive oxygen species,
ROS)和自由基的清除保护系统正常时处于一种动
态过程, 其活性氧的产生与清除是平衡的, 不会对
植物造成伤害。但是在逆境胁迫下, 植物体内有
大量的活性氧产生, 膜脂发生过氧化反应, 对膜的
结构和完整性造成破坏; 植物细胞的抗氧化酶和
抗氧化物质协同作用消除逆境胁迫产生的活性氧,
抵御其对膜结构和完整性造成的破坏。抗坏血酸-
谷胱甘肽(AsA-GSH)循环系统是植物体内清除活
性氧自由基的重要途径(Manisha等1999)。AsA-
GSH循环中重要的组成酶和抗氧化剂分别是抗坏
血酸过氧化物酶(ascorbate peroxidase, APX), 谷胱
甘肽还原酶(glutathione reductase, GR), 单脱氢抗
坏血酸还原酶(monodehydroascorbate reductase,
MDHAR), 脱氢抗坏血酸还原酶(dehydroscorbate
reductase, DHAR)和还原型抗坏血酸(ascorbic acid,
AsA), 还原型谷胱甘肽(reduced glutathione, GSH)。
这两类物质能够有效地清除植物体内积累的的活
性氧及自由基, 有助于提高植物的抗逆性。因此
植物体内APX、GR、MDHAR、DHAR等酶的活
性和AsA、GSH非酶物质含量的变化可以作为植
物抗逆性的重要指标(Bowler 等1992)。Mishra等
(2013)报道NaCl胁迫使盐敏感的籼稻幼苗中AsA
和GSH含量减少 , 盐敏感和耐盐的籼稻幼苗中
APX活性均增加, 低浓度NaCl处理, 盐敏感植株中
谷胱甘肽过氧化物酶(glutathione peroxidase, GPX)、
过氧化氢酶(catase, CAT)、MDHAR、DHAR和GR
活性上升, 相反, 高浓度NaCl胁迫下下降。Moham-
mad等(2015)的研究结果表明NaCl胁迫72 h后, 耐
盐性水稻幼苗中AsA含量下降, 但GSH含量上升,
GPX、APX、MDHAR、DHAR活性均上升, GR活
性下降。Nahar等(2015)研究发现, 200 mmol∙L-1 NaCl
显著降低了绿豆幼苗中AsA含量, 增加了内源GSH
和氧化型谷胱甘肽(oxidized glutathione, GSSG)含量,
MDHAR和DHAR活性下降, APX、GR活性上升。
NaCl胁迫下番茄幼苗叶片中APX、GR、DHAR、
MDHAR均显著升高, 叶片的AsA、AsA+DHA、
吕新民等: NaCl胁迫对酸枣幼苗AsA-GSH循环的影响 737
GSH、GSH+GSSG含量显著下降(刘会芳等2014)。
赵宝龙等(2015)发现, NaCl胁迫下, 耐盐性较弱的
‘夏黑’葡萄叶片中AsA与GSH含量显著下降, 而耐盐性
较强的‘里扎马特’葡萄叶片中APX、GR、DHAR、
MDHAR活性显著高于对照, 且随着盐浓度的增加
而增加。近几年来, 关于NaCl对植物AsA-GSH循
环的影响, 主要集中在研究不同浓度以及不同胁
迫时间下植物体内AsA-GSH循环中抗氧化物质含
量及抗氧化酶活性的变化。
本课题组前期工作研究了不同浓度NaCl胁迫
对酸枣幼苗根、茎、叶活性氧、细胞膜透性、根
系活力、Na+、K+、Ca2+和Mg2+含量的影响(靳娟
等2015)。NaCl胁迫下酸枣幼苗叶片和根中细胞质
膜透性、丙二醛(malondialdehyde, MDA)含量、超
氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)、过氧
化物酶(peroxidase, POD)、过氧化氢酶(CAT)的影
响(王策等2014)。本试验研究NaCl胁迫下酸枣体
内AsA-GSH循环中关键酶和抗氧化物质含量的变
化, 以期从不同角度探索酸枣的耐盐机制。
本试验以酸枣水培幼苗为试材, 研究NaCl胁
迫下酸枣幼苗不同器APX、GR、MDHAR、
DHAR的酶活性和AsA、GSH非酶物质的含量变
化, 了解NaCl胁迫对酸枣体内AsA-GSH循环的影
响, 探索酸枣适应盐胁迫可能的作用机制。
材料与方法
1 试验材料及处理
试验于2015年5月到7月进行, 挑选大小一致、
健康饱满的酸枣(Ziziphus acidojujuba C. Y. Cheng et
M. J. Liu)种子, 室温下清水浸泡24 h, 用0.5% KMnO4
消毒30 min。水培盒内铺上湿润的滤纸, 将约60粒
种子摆放在滤纸上, 水培盒内滤纸上滴入蒸馏水以
保持种子湿润。盖上盖子后将水培盒置于人工气
候箱(RXZ智能型, 宁波江南仪器厂)中黑暗培养, 相
对湿度65%~70%; 温度25~28ºC, 待幼苗长出2片真
叶后进入光照培养, 光照强度为150 μmol·m-2·s-1, 光
照时间14 h, 黑暗时间10 h; 相对湿度65%~70%; 温
度25~28ºC。选择长势一致的幼苗用2 cm厚的泡沫
板悬浮于水培盒中, 水培盒大小为19 cm×13 cm×11
cm (长×宽×高)。每个水培盒加1倍日本园试配方营
养液(郭世荣2003) 500 mL, 每3 d更换一次营养液。
幼苗长到6片真叶时, 分别用含0、50、100、
150和200 mmol∙L-1 NaCl (相当于营养液中的0%、
0.15%、0.30%、0.45%和0.60%)的日本园试配方
营养液培养酸枣幼苗, 每个盐浓度水平重复3次,
每个重复15株幼苗。为避免盐激反应, NaCl浓度
以每天50 mmol∙L-1的梯度逐步递增, 全部处理于同
一天达到目标浓度, 设此时为NaCl处理0 d。处理6
d进行取样。
2 测定项目及方法
抗氧化物质测定: 0.3 g酸枣幼苗根、茎、叶,
分别加入5 mL预冷的5%磺基水杨酸, 冰浴研磨, 4ºC
条件下, 12 000 r∙min-1离心25 min, 取上清液备用。
还原型抗坏血酸(AsA)、氧化型抗坏血酸
(dehydroascorbic acid, DHA)含量的测定采用二联
吡啶法(Jiang和Zhang 2001); 氧化型谷胱甘肽
(GSSG)、还原型谷胱甘肽(GSH)含量的测定采用
Nagalakshmi和Prasad (2001)的DTNB检测法。
抗氧化酶活性测定: 分别称取0.3 g酸枣幼苗
根、茎、叶, 用2 mL 6% (W/W)的偏磷酸冰浴研磨,
4ºC, 12 000 r∙min-1离心20 min, 取上清液待测定。
抗坏血酸过氧化物酶(APX)、脱氢抗坏血酸
还原酶(DHAR)以及谷胱甘肽还原酶(GR)活性的
测定参考Nakano和Asada (1981)的方法, 单脱氢抗
坏血酸还原酶(MDHAR)活性的测定参考Krivoshe-
eva等(1996)的方法。
采用 Microsoft Excel 2010软件进行数据处理
和作图, 利用 SPSS 19.0软件进行差异显著性分析
(P<0.05), 邓肯氏法进行多重比较检验。
实验结果
1 NaCl处理对酸枣幼苗不同器官内AsA和DHA含
量的影响
AsA是植物细胞的叶绿体和细胞质中捕捉
H2O2的抗氧化物质。由图1-A可知, 不同浓度NaCl
处理后 , 酸枣幼苗根中A s A含量在1 5 0和2 0 0
mmol∙L-1 NaCl处理下显著高于对照, 分别是对照
的1.9和3.9倍, 50 mmol∙L-1 NaCl处理下AsA含量与
对照相比无显著差异; 茎中AsA含量在100和200
mmol∙L-1 NaCl处理下显著高于对照, 分别是对照
的1.7和2.4倍, 50 mmol∙L-1 NaCl处理下, 酸枣幼苗
茎中AsA含量与对照相比显著降低 , 是对照的
植物生理学报738
55.6%; 叶片中AsA含量在50 mmol∙L-1 NaCl处理下
显著低于对照, 而在150和200 mmol∙L-1 NaCl处理
下显著高于对照, 分别是对照的1.8和2.1倍, 其余
各浓度处理下AsA含量均无显著变化。由此可见,
酸枣幼苗根中AsA含量随着NaCl处理浓度的上升
呈增加的趋势。说明在NaCl胁迫下酸枣幼苗体内
产生了较多的AsA来捕捉H2O2, 以抵抗NaCl胁迫
产生的氧化伤害。
AsA作为电子供体通过连续的二步反应参与
电子的转移。首先是形成AsA自由基, 然后被完全
氧化为脱氢抗坏血酸(DHA)。与对照相比, 酸枣幼
苗根中DHA含量(图1-B)在200 mmol∙L-1 NaCl处理
下显著上升, 是对照的3.9倍; 茎中DHA含量在50、
100、150和200 mmol∙L-1 NaCl处理下与对照存在
显著差异, 分别是对照的2.3、4.2、7.5和5.6倍; 叶
中DHA含量在150和200 mmol∙L-1 NaCl处理下与对
照存在显著差异, 分别是对照的2.7和4.3倍。由此
可见 , 酸枣幼苗根、茎和叶中DHA的含量随着
NaCl处理浓度的上升呈增加趋势。200 mmol∙L-1
NaCl处理下酸枣幼苗根、茎、叶中AsA、DHA含
量显著高于对照, 推测是由于NaCl胁迫下酸枣幼
苗细胞中AsA被大量产生的H2O2自由基氧化生成
DHA, 导致DHA大量积累。
2 NaCl处理对酸枣幼苗不同器官内GSH和GSSG
含量的影响
GSH是细胞内过氧化物的有效清除剂之一,
作为巯基缓冲剂, 可与多种活性氧发生化学反应,
在谷胱甘肽过氧化物酶GR催化的化学反应中, 谷
胱甘肽GSH作为过氧化氢的直接电子供体。GR在
植物细胞AsA-GSH循环中可将GSSG还原为GSH,
从而增强植物对逆境胁迫的抗性。植物体内
GSH、GSSG可以相互转换, 对增强植物对逆境的
抵抗力具有重要作用。150 mmol∙L-1 NaCl处理下,
酸枣幼苗根中GSH含量(图2-A)与对照相比显著增
加, 是对照的1.3倍; 茎中GSH含量在50、100和150
mmol∙L-1 NaCl处理下显著高于对照, 分别是对照的
1.3、1.2和1.2倍; 叶中GSH含量在150 mmol∙L-1
NaCl处理下显著高于对照, 是对照的1.3倍; 200
mmol∙L-1 NaCl处理下, 叶中GSH含量显著低于对
照, 是对照的57.9%; 其余各浓度NaCl处理下酸枣
幼苗叶中GSH含量均无显著变化。NaCl处理下,
酸枣幼苗叶中GSH含量高于根和茎中GSH含量,
可能是因为谷胱甘肽-抗坏血酸循环主要发生于
植物叶绿体, 而植物叶片中叶绿体含量较根和茎
中高。
由图2-B可知, 与对照相比, NaCl处理后酸枣
幼苗根中GSSG含量无显著变化; 茎中GSSG含量
在200 mmol∙L-1 NaCl处理下显著高于对照, 是对照
的1.7倍, 50、100和150 mmol∙L-1 NaCl处理下茎中
GSSG含量变化不显著; 150、200 mmol∙L-1 NaCl
处理下叶中GSSG含量显著高于对照, 分别是对照
的1.2和1.3倍; 50、100 mmol∙L-1 NaCl处理下酸枣
幼苗叶片中GSSG含量无显著变化。
3 NaCl处理对酸枣幼苗不同器官内AsA/DHA及
GSH/GSSG比值的影响
随着NaCl浓度的增加, 酸枣幼苗根中AsA/
图1 不同浓度NaCl处理对酸枣不同器官AsA和DHA含量的影响
Fig.1 Effect of NaCl treatment on AsA and DHA contents in different organs of sour jujube seedlings
不同字母表示差异达到显著水平(P<0.05, n=3), 下同。
吕新民等: NaCl胁迫对酸枣幼苗AsA-GSH循环的影响 739
DHA比值(图3-A)与对照相比无显著变化; 150
mmol∙L-1 NaCl处理下, 酸枣幼苗茎中AsA/DHA比
值与对照相比显著降低, 是对照的28.5%; 叶片中
AsA/DHA比值随着NaCl浓度的增加呈先升高后下
降的趋势。150 mmol∙L-1 NaCl处理下酸枣幼苗茎
中AsA/DHA比值低于对照, 但无显著差异。较低
浓度的NaCl胁迫下, 酸枣叶片中较高的AsA/DHA
比值有助于维持适当的氧化还原环境 , 但随着
NaCl浓度的逐渐升高, 酸枣幼苗叶片中AsA/DHA
比值降低, 可能是高浓度的NaCl环境不利于酸枣
幼苗叶片维持较强的氧化还原能力。
随着NaCl浓度的增加, 酸枣幼苗根中GSH/
GSSG比值(图3-B)与对照相比无显著差异; 与对照
相比, 茎中GSH/GSSG随着NaCl处理浓度的增加呈
先上升后下降的趋势, 200 mmol∙L-1 NaCl处理使
酸枣幼苗茎中GSH/GSSG比值与对照相比显著降
低, 是对照的63.9%; 叶片中GSH/GSSG比值呈先升
高后下降的趋势, 50和150 mmol∙L-1 NaCl处理下,
叶片中GSH/GSSG比值与对照相比显著升高, 均为
对照的1.2倍; 200 mmol∙L-1 NaCl处理使叶片中
GSH/GSSG比值显著低于对照, 是对照的48.6%。
数据表明, 50、100和150 mmol∙L-1 NaCl胁迫下, 酸
枣幼苗中GSH/GSSG比值呈上升趋势, 使其氧化还
原能力上升; 而200 mmol∙L-1 NaCl胁迫下, 酸枣幼
苗中GSH/GSSG比值下降, 表明高于150 mmol∙L-1
NaCl胁迫对酸枣幼苗叶片维持稳定的氧化还原能
力不利。
4 NaCl处理对酸枣幼苗不同器官内APX、GR、
DHAR和MDHAR活性的影响
APX在植物细胞的叶绿体和细胞质中是主要
催化AsA捕捉H2O2的抗氧化酶。50、150和200
mmol∙L-1 NaCl处理显著降低了根中APX酶活性(图
4-A), 100 mmol∙L-1 NaCl处理根中APX活性与对照
相比无显著差异; 随着NaCl浓度的增加, 茎中APX
活性呈先上升后下降的趋势, 150和200 mmol∙L-1
NaCl处理下茎中APX活性下降与对照存在显著差
图2 不同浓度NaCl处理对酸枣不同器官GSH和GSSG含量的影响
Fig.2 Effect of NaCl treatment on GSH and GSSG contents in different organs of sour jujube seedlings
图3 不同浓度NaCl处理对酸枣不同器官AsA/DHA及GSH/GSSG比值的影响
Fig.3 Effect of NaCl treatment on AsA/DHA and GSH/GSSG in different organs of sour jujube seedlings
植物生理学报740
异; 50 mmol∙L-1 NaCl处理下, 酸枣幼苗茎中APX活
性与对照相比显著升高 , 是对照的1.3倍 ; 50、
100、150和200 mmol∙L-1 NaCl处理显著降低了酸
枣幼苗叶片中APX活性。不同植物中APX对各种
环境因素的反应并不一致, 不同种类植物中APX
作用的生理基础、对生长环境的敏感性可能会有
所不同 , 酸枣幼苗根、茎和叶中APX活性随着
NaCl浓度的增加整体呈下降趋势, 说明酸枣体内
APX随着NaCl浓度的增加逐渐失去活性, 可能因
为在NaCl胁迫下, 过量的活性氧攻击防御系统中
的生物功能分子, 从而使酶损伤。
GR是AsA-GSH系统的重要组成部分, 可维持
细胞内总谷胱甘肽含量的稳定, 催化GSSG还原为
GSH, 其活性限制AsA-GSH循环系统的运行效
率。不同NaCl处理下, 根中GR活性(图4-B)与对照
相比无显著差异; 150 mmol∙L-1 NaCl处理下酸枣幼
苗茎中GR活性与对照相比显著升高, 是对照的3.7
倍; 100、150和200 mmol∙L-1 NaCl处理下, 酸枣幼
苗叶中GR活性与对照相比显著升高, 分别是对照
的4.7、6.4和6.3倍。随着NaCl处理浓度的增加, 酸
枣幼苗茎和叶片中GR活性呈先升高后降低的趋
势。NaCl胁迫并未使酸枣幼苗根中GR活性发生
显著变化。因植物中存在多条GSH合成途径, 所
以NaCl下酸枣幼苗根中GSH的积累可能不依赖于
AsA-GSH循环中GSH的再生途径。
MDHAR和DHAR是AsA-GSH循环中再生
AsA的两个重要酶。150 mmol∙L-1 NaCl处理使酸
枣幼苗根中MDHAR活性升高, 但与对照无显著差
异; 50和100 mmol∙L-1 NaCl处理下, 酸枣幼苗根中
MDHAR活性与对照没有显著差异 ; 100和150
mmol∙L-1 NaCl处理下酸枣幼苗茎中MDHAR活性
与对照相比显著上升, 分别是对照的2.2和2.3倍;
与对照相比, 100、150和200 mmol∙L-1 NaCl处理下
酸枣幼苗叶片中MDHAR活性显著高于对照, 分别
是对照的3.5、3.3和2.6倍。随着NaCl处理浓度的
增加, 酸枣幼苗茎和叶中MDHAR活性均呈先上升
后下降的趋势(图4-C)。
由图4-D可知, 100和200 mmol∙L-1 NaCl处理
下, 酸枣幼苗根中DHAR活性与对照相比显著降
低, 分别是对照的52.8%和72.9%; 与对照相比,
图4 不同浓度NaCl处理对酸枣不同器官APX、GR、DHAR和MDHAR活性的影响
Fig.4 Effect of NaCl treatment on the activities of APX, GR, DHAR and MDHAR in different organs of sour jujube seedlings
吕新民等: NaCl胁迫对酸枣幼苗AsA-GSH循环的影响 741
NaCl处理下酸枣幼苗茎中DHAR活性均显著降低,
分别是对照的80.4%、65.1%、78.4%和82.8%;
50、100、150和200 mmol∙L-1 NaCl处理下, 幼苗叶
片中DHAR活性与对照相比显著降低, 分别是对照
的80.7%、83.3%、84.7%和63.8%。随着NaCl处理
浓度的增加, 酸枣幼苗茎中DHAR活性呈先降低后
升高的趋势, 叶中DHAR活性呈降低趋势。在植物
AsA-GSH循环中, AsA被氧化形成MDHA, MDHA
在MDHAR的作用下再生成AsA; 或通过非酶促歧
化形成DHA, 在DHAR参与下DHA可以再生形成
AsA。酸枣幼苗AsA-GSH循环中可能以DHAR催
化DHA再生形成AsA为主要的AsA再生途径。
NaCl处理下, 酸枣幼苗根中DHAR活性变化不显
著, 而茎和叶片中DHAR活性变化与对照相比差异
显著, 说明酸枣幼苗AsA的再生主要在茎和叶片中
大量进行。
讨 论
AsA和GSH作为AsA-GSH循环中重要的两种抗
氧化剂。在AsA-GSH循环系统中, AsA在APX的作
用下与H2O2反应, H2O2接受NADPH的电子还原成
H2O, 从而清除受到逆境伤害产生H2O2的毒性
(Smirnoff和Wheeler 2000)。AsA在清除H2O2的同时
被氧化形成单脱氢抗坏血酸(monodehydroascorbbic
acid, MDHA)和DHA, MDHA和DHA在DHAR和
MDHAR作用下重新还原成AsA (Yin等2010)。在
AsA-GSH循环中, AsA含量、氧化还原状态(AsA/
DHA)比值与抗逆性呈正相关(Gallie 2013)。前人
研究表明, 高温胁迫导致茄子幼苗叶片AsA和GSH
含量显著高于对照(吴雪霞等2013)。NaCl胁迫可
导致番茄中AsA含量的减少(Mittova等2003; Shalata
和Neumann 2001)。Amor等(2006)研究发现NaCl
胁迫下滨海卡克勒叶片中AsA含量下降, 这可能由
于NaCl胁迫下AsA再生不足或AsA-GSH循环合成
代谢受阻而导致。Shalata等(2001)研究表明, NaCl
胁迫下耐盐番茄(Solanum lycopersicum)根系中的
AsA含量明显升高, DHA含量显著降低, 细胞氧化
还原能力(AsA/DHA比值)升高, 表现出较强的耐盐
性。赵宝龙等(2015)的研究结果表明: NaCl胁迫条
件下, ‘夏黑’与‘里扎马特’叶片中的AsA含量显著
下降, GSH含量明显降低。本研究发现, 在NaCl胁
迫条件下, 酸枣幼苗根、茎、叶中AsA和DHA含
量均呈升高趋势, 细胞氧化还原能力(AsA/DHA)比
值先升高后降低, 这说明酸枣幼苗各器官中可能
具备较高的AsA周转和再生能力以抵抗NaCl诱导
的氧化胁迫。可能是由于不同植物种类对NaCl胁
迫的适应方式不完全相同。
Foyer等(1983)通过制备菠菜叶片细胞原生质
体发现, 菠菜叶片中30%~40%的AsA被定位在叶
绿体中 , 所以植物叶绿体可能积累浓度很高的
AsA。酸枣幼苗、茎和叶中AsA含量高于根中AsA
含量, 可能是因为茎和叶片中叶绿体含量高, 能够
积累大量AsA。抗坏血酸的一个重要功能是保护
叶绿体免于氧化损伤, 清除光合作用和光呼吸过
程产生的ROS (Noctor和Foyer 1998)。NaCl胁迫下
酸枣幼苗茎中AsA含量高于叶片中AsA含量, 可能
是由于叶片中大量AsA被用来清除NaCl胁迫和光
呼吸产生的ROS而保护叶绿体免受损伤, 导致叶片
中AsA含量较茎中低。
GR活性大小和GSH含量的高低被认为是有
机体抗氧化状态的重要标志。GR是维持AsA-
GSH循环有效运行的关键酶之一, 其作用是利用
NADPH的电子将GSSG还原为GSH (Jin等2003)。
GSH除参与AsA-GSH循环外还可直接参与自由基
反应, 并由GSH转变成GSSG。植物细胞内GSH/
GSSG和GSH含量是评价AsA-GSH循环运行效率
高低的重要因素。王家源(2013)报道不同浓度的
NaCl处理使苦楝幼苗中GSH、AsA含量增加。GR
活性直接影响细胞GSH库的水平, GR活性上升可
能是造成GSH含量增加的因素之一。吴华(2015)
发现200和400 mmol∙L-1 NaCl处理海滨木槿幼苗,
其叶片中的GSH含量随着时间的延长呈先升高后
下降的趋势, GR活性也呈先上升后下降的趋势。
本试验中 , 酸枣幼苗茎和叶中GSH含量在150
mmol∙L-1处理下显著上升, 相应高浓度NaCl处理下
酸枣幼苗茎和叶片中GR活性与对照相比显著升
高。尽管植物中存在多条谷胱甘肽合成途径。
GSH合成开始于无机硫, 经过硫的同化作用和半
胱氨酸的生物合成途径。根据不同的有机体, 有
两个不同的途径 : 一是无机硫结合O -乙酰基
(O-acetylserine, OAS), 在OAS硫化氢解酶(OAS thi-
ollyase, OAS TL)的催化下直接形成半胱氨酸。
植物生理学报742
二是OAS TL催化无机硫和O-乙酰基高丝氨酸
(O-acetylhomoserine, OAH)结合形成高半胱氨酸
(homocysteine, hCys), 使无机硫结合碳骨架形成半
胱氨酸, 在谷胱甘肽合成酶的作用下合成谷胱甘
肽(Hell和Bergmann 1990)。但NaCl胁迫下酸枣GR
活性的升高仍然是GSH积累的重要途径。
在逆境条件下, 由于APX参与AsA清除H2O2,
其活性也标志着H2O2清除能力。AsA在清除H2O2
时被氧化, 作为AsA再生的MDHAR和DHAR活性
也相应提高。刘建新等(2010)报道NaCl胁迫下, 黑
麦草幼苗中APX活性在整个胁迫期间都显著高于
对照, 马进等(2015)发现200 mmol∙L-1 NaCl胁迫下,
突变体和野生型紫花苜蓿叶片中APX酶活性均呈
先下降后上升的趋势, 但是本试验中, 在NaCl胁迫
下, 酸枣幼苗叶片中APX活性呈下降趋势, 可能是
由于NaCl对酸枣幼苗各器官中APX产生了氧化胁
迫, 导致酸枣幼苗无法提高APX活性来清除体内
产生过多的活性氧。MDHAR和DHAR是AsA再生
途径中的关键酶。赵宝龙等(2015)研究表明在
NaCl胁迫下, ‘夏黑’葡萄叶片中DHAR活性均显著
升高。本试验中, NaCl处理下酸枣幼苗各器官中
DHAR活性均低于对照, 而茎和叶中MDHAR活性
在NaCl胁迫下与对照相比上升, 可能是由于正常
生长情况下酸枣幼苗AsA-GSH循环中以DHAR催
化DHA再生形成AsA为主要的AsA再生途径, 而受
到NaCl胁迫后, 酸枣幼苗茎和叶中以MDHAR催化
MDHA再生形成AsA为主要的AsA再生途径。
本研究通过测定酸枣幼苗根、茎、叶中AsA-
GSH循环中AsA、DHA、GSH、GSSG含量和
APX、GR、DHAR、MDHAR活性得到以下结论:
高浓度NaCl胁迫下导致酸枣幼苗根、茎和叶中
AsA、DHA含量增加, APX活性下降; 茎和叶中
GSSG含量增加。 NaCl胁迫下, 酸枣幼苗AsA-GSH
循环中催化AsA再生的主要酶可能是MDHAR。
参考文献
Amor NB, Jimenez A, Lundqvist M, Sevilla F, Abdelly C (2006).
Response of antioxidant systems to NaCl stress in the halophyte
Cakile maritima. Physiol Plant, 126 (3): 446–457
Bowler C, Montagu MV, Inze D (1992). Superoxide dismutase and
stress tolerance. Annu Rev Plant Physiol Mol Biol, 43: 81–116
Foyer CH, Rowell J, Walker DA (1983). Measurements of the ascor-
bate content of spinach leaf protoplasts and chloroplasts during
illumination. Planta, 157: 239–244
Gallie DR (2013). The role of L-ascorbic acid recycling in responding
to environmental stress and in promoting plant growth. J Exp
Bot, 64 (2): 433–443
Guo SR (2003). Soilless Culture. Beijing: China Agricultural Publish-
ing House, 87–90 (in Chinese) [郭世荣(2003). 无土栽培学. 北
京: 中国农业出版社, 87–90]
Hell R, Bergmann L (1990). γ-Glutamyicysteine synthetase in higher
plants: catalytic properties and subcellular location. Planta, 180:
603–612
Hu MF, Tian CY, Zhao ZY, Wang LX (2012). Salinization causes and
research progress of technologies improving saline-alkali soil in
Xinjiang. J Northwest A&F Univ, 40 (10): 111–117 (in Chinese
with English abstract) [胡明芳, 田长彦, 赵振勇, 王林霞(2012).
新疆盐碱地成因及改良措施研究进展. 西北农林科技大学学
报(自然科学版), 40 (10): 111–117]
Jiang MY, Zhang JH (2001). Effect of abscisic acid on active oxygen
species, antioxidative defence system and oxidative damage in
leaves of maize seedlings. Plant Cell Physiol, 42 (11): 1265–
1273
Jin J, Wang Y, Lu XY, Lin HR, Cui HM (2015). Effects of NaCl stress
on ion absorption and distribution in sour jujube seedlings. Acta
Hortic Sin, 42 (5): 853–862 (in Chinese with English abstract) [靳
娟, 王依, 鲁晓燕, 林海荣, 崔辉梅(2015). NaCl胁迫对酸枣幼
苗离子吸收与分配的影响. 园艺学报, 42 (5): 853–862]
Jin YH, Tao DL, Hao ZQ, Ye J, Du YJ, Liu HL, Zhou YB (2003). En-
vironmental stresses and redox status of ascorbate. Acta Bot Sin,
45 (7): 795–801
Krivosheeva A, Tao DL, Ottander C, Wingsle G, Dube SL, Oquist G
(1996). Cold acclimation and photoinhibition of photosynthesis
in Scots pine. Planta, 200 (3): 296–305
Liu HF, He XL, Ma Z, Xu W, Liu MM, Liu HY (2014). Effects of
exogenous GSH on the growth and AsA-GSH cycle in Tomato to
seedlings under NaCl stress. J Shihezi Univ, 32 (3): 265–271 (in
Chinese with English abstract) [刘会芳, 何晓玲, 马展, 徐巍, 刘
苗苗, 刘慧英(2014). 外源GSH对NaCl胁迫下番茄幼苗生长及
AsA-GSH循环的影响. 石河子大学学报, 32 (3): 265–271]
Liu JX, Wang X, Li BP (2010). Effects of exogenous nitric oxide do-
nor SNP on AsA-GSH cycle in Ryegrass seedlings leaves under
salt stress. Acta Pratac Sin, 19 (2): 82–88 (in Chinese) [刘建新,
王鑫, 李博萍(2010). 外源一氧化氮供体SNP对NaCl胁迫下黑
麦草幼苗叶片抗坏血酸-谷胱甘肽循环的影响. 草业学报, 19
(2): 82–88]
Liu MJ, Wang M (2009). Germplasm Resources of Chinese Jujube.
Beijing: China Forestry Publishing House, 41–45 (in Chinese)
[刘孟军, 汪民(2009). 中国枣种质资源. 北京: 中国林业出版
社, 41–45]
Ma J, Zheng G, Pei CM, Zhang ZY (2015). The function of ascor-
bate-glutathione cycle in salt tolerance of alfalfa mutant. Plant
Physiol J, 51 (10): 1749–1756 (in Chinese with English abstract)
[马进, 郑钢, 裴翠明, 张振亚(2015). 抗坏血酸-谷胱甘肽循环
在紫花苜蓿突变体耐盐性中的作用. 植物生理学报, 51 (10):
1749–1756]
Manisha G, Ann C, Jaco V, Herman C (1999). Copper affects the
吕新民等: NaCl胁迫对酸枣幼苗AsA-GSH循环的影响 743
enzymes of ascorbate-glutathione cycle and its related metabo-
lites in the roots of Phaseolus vulgaris. Physiol Plant, 106 (3):
262–267
Mishra P, Bhoomika K, Dubey RS (2013). Differential responses
of antioxidative defense system to prolonged salinity stress in
salt-tolerant and salt-sensitive Indica rice (Oryza sativa L.) seed-
lings. Protoplasma, 250 (1): 3–19
Mittova V, Theodoulou FL, Kiddle G, Gomez L, Volokita M, Tal M,
Foyer CH, Guy M (2003). Coordinate induction of glutathione
biosynthesis and glutathione-metabolizing enzymes is correlated
with salt tolerance in tomato. FEBS Lett, 554 (3): 417–421
Mohammad GM, Mohammad AH, Masayuki F (2015). Trehalose pre-
treatment induces salt tolerance in rice (Oryza sativa L.) seed-
lings: oxidative damage and coinduction of antioxidant defense
and glyoxalase systems. Protoplasma, 252 (2): 461–475
Nagalakshmi N, Prasad MNV (2001). Responses of glutathione cycle
enzymes and glutathione metabolism to copper stress in Scened-
esmus hijugatus. Plant Sci, 160 (2): 291–299
Nahar K, Hasanuzzaman M, Alam MM, Fujita M (2015). Roles of
exogenous glutathione in antioxidant defense system and meth-
ylglyoxal detoxification during salt stress in mung bean. Biol
Plant, 15 (4): 745–756
Nakano Y, Asada K (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by
ascorbatespecific peroxidate in spinach chloroplasts. Plant Cell
Physiol, 22 (5): 867–880
Noctor G, Foyer CH (1998). Ascorbate and glutathione: keeping ac-
tive oxygen under control. Annu Rev Plant Physiol Mol Biol, 49:
249–279
Shalata A, Mittova V, Volokita M, Guy M, Tal M (2001). Response
of the cultivated tomato and its wild salt-tolerant relative Lyco-
persicon pennellii to salt-dependent oxidative stress: The root
antioxidative system. Physiol Plant, 112 (4): 487–494
Shalata A, Neumann PM (2001). Exogenous ascorbic acid (vitamin C)
increases resistance to salt stress and reduces lipid peroxidation.
J Exp Bot, 52 (364): 2207–2211
Smirnoff N, Wheeler GL (2000). Ascorbic acid in plants: biosynthesis
and function. Critic Rev Biochem Mol Biol, 35 (4): 291–314
Wang C, Lu XY, Fan XM, Shi GL, Yang SS (2014). Effects of CaCl2
on antioxidant enzyme activity and lipid peroxidant of sour
jujube seedlings under NaCl stress. J Shihezi Univ, 32 (3):
285–290 (in Chinese with English abstract) [王策, 鲁晓燕, 樊新
民, 石国亮, 杨双双(2014). CaCl2对NaCl胁迫下酸枣幼苗抗氧
化酶活性和膜脂过氧化作用的影响. 石河子大学学报(自然科
学版), 32 (3): 285–290]
Wang JY (2013). Studies on salt-tolerant mechanism of seeds and
seedlings in Melia azedarach L. (Master’s thesis). Nanjing: Nan-
jing Forestry University (in Chinese with English abstract) [王
家源(2013). 苦楝种苗耐盐胁迫的生理响应机制研究(硕士论
文). 南京: 南京林业大学]
Wu H (2015). Study on the response of AsA-GSH cycle in Hibiscus
hamabo Sieb. et Zucc. to salt stress (Master’s thesis). Jinan:
Shandong Normal University (in Chinese with English abstract)
[吴华(2015). AsA-GSH循环参与海滨木槿盐应答机制的研究
(硕士论文). 济南: 山东师范大学]
Wu XX, Zha DS, Zhu ZW, Xu S (2013). Effects of exogenous
24-epibrassinolide on plant growth and antioxidant system in
eggplant seedlings under high temperature stress. Plant Physi-
ol J, 49 (9): 929–934 (in Chinese with English abstract) [吴雪
霞, 查丁石, 朱宗文, 许爽(2013). 外源24-表油菜素内酯对高
温胁迫下茄子幼苗生长和抗氧化系统的影响. 植物生理学
报, 49 (9): 929–934]
Xinjiang Uyghur Autonomous Region Bureau of Statistics (2015).
Xinjiang Statistical Yearbook. Beijing: China Statistics Press,
383 (in Chinese) [新疆维吾尔自治区统计局(2015). 新疆统计
年鉴. 北京: 中国统计出版社, 383]
Yin L, Wang S, Eltayeb AE, Uddin MI, Yamamoto Y, Tsuji W, Takeu-
chi Y, Tanaka K (2010). Overexpression of dehydroascorbate
reductase, but not monodehydroascorbate reductase,
confers tolerance to aluminum stress in transgenic tobacco. Plan-
ta, 231 (3): 609–621
Zhao BL, Liu P, Wang WJ, Sun JL, Ma HX (2015). Effects of 5-ami-
nolevulinic acid on the AsA-GSH cycle in grape leaves under
salt stress. Plant Physiol J, 51 (3): 385–390 (in Chinese with En-
glish abstract) [赵宝龙, 刘鹏, 王文静, 孙军利, 马海新(2015).
5-氨基乙酰丙酸(ALA)对盐胁迫下葡萄叶片中AsA-GSH循环
的影响. 植物生理学报, 51 (3): 385–390]
Zhu R (2010). Investigation and study of the suitable cultivars and key
technologies of Chinese jujube cultivating in Xinjiang (Master’s
thesis). Beijing: Beijing Forestry University (in Chinese with
English abstract) [朱锐(2010). 新疆枣树栽培适宜品种及关键
技术的调查研究(硕士论文). 北京: 北京林业大学]
植物生理学报744
Effects of NaCl stress on the AsA-GSH cycle in sour jujube seedlings
LÜ Xin-Min, YANG Yi-Fan, LU Xiao-Yan*, JIN Juan, FAN Xin-Min
Xinjiang Production and Construction Corps Key Laboratory of Special Fruits and Vegetables Cultivation Physiology and Germ-
plasm Resources Utilization, College of Agriculture, Shihezi University, Shihezi, Xinjiang 832000, China
Abstract: A hydroponic experiment was conducted to study the effects of NaCl concentration on the ascor-
bate-glutathione (AsA-GSH) cycle in roots, stems and leaves of sour jujube. The results showed the NaCl treat-
ments significantly increased AsA (absocrbic acid) and dehydroascorbic acid (DHA) concentrations in jujube
roots, stems, and leaves. The AsA/DHA ratio and the reduced glutathione (GSH) concentration in leaves
increased and then decreased as NaCl stress increased. The 200 mmol∙L-1 NaCl treatment significantly increased
oxidized glutathione (GSSG) concentrations in jujube leaves. The GSH/GSSG ratio in stems increased and then
decreased as NaCl stress increased. The NaCl treatments significantly reduced ascorbate peroxidase (APX ac-
tivity) in jujube roots, stems, and leaves. In contrast, NaCl had significant effect on the activity of either gluta-
thione reductase (GR) or monodehydroascorbate reductase (MDHAR). In conclusion, high NaCl concentrations
increased AsA and DHA concentrations but reduced APX activity in roots, stems and leaves of sour jujube. The
NaCl also increased GSSG concentrations in stems and leaves. In the AsA-GSH cycle in sour jujube, MDHAR
is the main enzyme that regenerates AsA from DHA.
Key words: sour jujube; NaCl stress; AsA-GSH cycle
Received 2016-01-12 Accepted 2016-04-22
This work was supported by the National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31460057) and Doctor Foundation of Shihezi University
(Grant No. RCZX200908).
*Corresponding author (E-mail: lxyshz@126.com).