免费文献传递   相关文献

巴西橡胶树sHSP23.8基因的克隆、生物信息学及表达分析



全 文 :植物生理学报 Plant Physiology Journal 2015, 51 (11): 1955~1962  doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.0404 1955
收稿 2015-07-18  修定 2015-09-30
资助 国家自然科学基金(31270651和31200514)和中国热带
农业科学院橡胶研究所基本科研业务费专项 (16300-
22015003)。
* 同等贡献。
** 共同通讯作者(E-mail: zhxia-111@163.com, Tel: 0898-
23301174; E-mail: dragonldj@163.com, Tel: 0898-66279271)。
巴西橡胶树sHSP23.8基因的克隆、生物信息学及表达分析
李德军1,*,**, 郭会娜2,3,*, 邓治1, 刘辉1, 陈江淑1,2, 姜达2, 夏立琼2, 夏志辉2,**
1中国热带农业科学院橡胶研究所, 农业部橡胶树生物学与遗传资源利用重点实验室, 海南儋州571737; 2海南大学农学院,
海口570228; 3右江民族医学院, 广西百色533000
摘要: 本文采用RACE技术, 从巴西橡胶树中克隆到一个小热激蛋白基因。该基因全长cDNA为1 002 bp, 最长开放阅读框
645 bp, 预测编码蛋白包含214个氨基酸残基, 与植物sHSP23.8蛋白具高度相似, 将该基因命名为HbsHSP23.8。生物信息学
分析显示, HbsHSP23.8具有α-晶体蛋白保守结构域, 可能定位在叶绿体, HbsHSP23.8蛋白中预测到19个磷酸化位点。二级
结构预测结果显示HbsHSP23.8由α螺旋、β转角、延伸链和随机卷曲组成。实时定量RT-PCR分析结果表明, HbsHSP23.8在
巴西橡胶树胶乳、叶片、树皮、雄花、雌花、花药中均有表达。在橡胶树叶片不同发育时期, HbsHSP23.8表达存在明显
变化。此外, HbsHSP23.8表达受高盐、干旱、低温、乙烯和茉莉酸处理调控, 表明HbsHSP23.8可能在巴西橡胶树逆境胁
迫应答、乙烯和茉莉酸信号途径中发挥作用。
关键词: 巴西橡胶树; 小热激蛋白23.8; 逆境反应; 基因克隆; 表达分析
Cloning, Bioinformatics and Expression Analysis of sHSP23.8 Gene in Hevea
brasiliensis
LI De-Jun1,*,**, GUO Hui-Na2,3,*, DENG Zhi1, LIU Hui1, CHEN Jiang-Shu1,2, JIANG Da2, XIA Li-Qiong2, XIA Zhi-Hui2,**
1Key Laboratory of Biology and Genetic Resources of Rubber Tree, Ministry of Agriculture, Rubber Research Institute, Chinese
Academy of Tropical Agricultural Sciences, Danzhou, Hainan 571737, China; 2College of Agriculture, Hainan University, Haikou
570228, China; 3Youjiang Medical University for Nationalities, Baise, Guangxi 533000, China
Abstract: In this study, a full-length cDNA sequence of a small heat shock protein (sHSP) gene was cloned
from Hevea brasiliensis with the RACE method. The full-length cDNA of HbsHSP23.8 was 1 002 bp in size
with a 645 bp open reading frame, encoding a deduced polypeptide of 214 amino acids. The deduced protein
showed high identity to plant sHSP23.8 proteins, therefore we named this genes as HbsHSP23.8. Bioinformatic
analyses indicated that HbsHSP23.8 contained a conserved alpha-crystallin domains (ACD) domain, and was
likely located in chloroplast. 19 phosphorylation sites were predicted within HbsHSP23.8, and the secondary
structure of HbsHSP23.8 contained α-helix, β-turn, extended strand and random coil. Real time RT-PCR analysis
indicated that HbsHSP23.8 was expressed in latex, barks, leaves, barks, male flowers, female flowers and an-
thers. With the development of leaves, the HbsHSP23.8 expression showed a significant change. In addition, the
expression of HbsHSP23.8 was regulated by NaCl, drought, low temperature, ET and JA treatments, suggesting
that HbsHSP23.8 might play important roles in stresses responses as well as ET and JA signals in rubber tree.
Key words: Hevea brasiliensis; small heat shock protein 23.8; stress response; gene cloning; expression analysis
热激蛋白(heat shock proteins, HSPs)是生物体
遭受物理、化学、生物等胁迫时发生应激反应而
合成的一种高度保守的蛋白(Lindquist和Craig
1988; Morimoto 1993), 其几乎存在于所有生物体
中(Parsell和Lindquist 1993; Vierling 1991; Gupta等
2010)。热激蛋白分子量在10到200 kDa之间, 按其
分子量分为: HSP100、HSP90、HSP70、HSP60和
小热激蛋白(small heat shock proteins, sHSPs)。在
高等植物中至少存在20多种sHSPs, 有些植物多达
40多种。
sHSPs是一个庞大且古老的家族, 其分子量从
12~45 kDa不等, 大多数集中在15~20 kDa之间, 因
此也被称作HSP20家族。sHSPs氨基酸序列包括一
植物生理学报1956
个N末端区域、C末端区域及C端延伸区, 高度保
守的C末端区域约由90个氨基酸组成α-晶状体蛋
白域(α-crystallin domain, ACD)。植物与其他
s H S P s的不同之处主要体现在其拥有更多的
sHSPs, 其数量因植物种类不同而异。拟南芥有19
个sHSPs (Scharf等2001), 水稻有23个sHSPs (Wa-
ters等2008), 毛果杨有36个sHSPs (Waters等
2008)。
正如小热激蛋白的名字所言, 几乎所有植物
的sHSPs都是受热激诱导的。除热激外, 研究表明
许多sHSPs在特殊的发育阶段表达, 比如胚胎发
育、花粉发育期、种子成熟时期和果实成熟期
(Almoguera和Jordano 1992; DeRocher和Vierling
1994; Lubaretz 2002)。黄杉胚胎从中熟期开始累
积HSP17.4、HSP17.6和HSP17.7, 到迟熟期胚胎和
干种子中累积量达到高峰(Sun等2001; Wehmeyer
等1996)。番茄sHSP21通过促进类胡萝卜素的积
累参与果实的发育(Neta等2005)。在正常温度下,
百合小热激蛋白基因LimHSP16.5在百合花药、
根、叶和茎等各个组织中均有表达, 其中在花药
中表达量最高, 推测LimHSP16.5可能参与花药发
育过程(潘佳佳2010)。很多sHSPs在非生物胁迫
(干旱、低温、重金属、臭氧、紫外线和渗透压
等 )条件下均有表达。向日葵中水压变化引起
HaHSP17.6和HaHSP17.9基因表达, 其表达水平与
水分丧失程度呈正比例关系(Coca等1996)。甜椒
HSP18基因在低温下被诱导, 且其表达量与处理时
间的长短相关, 在6 h时最高; 低温胁迫后, 转基因
植株能够维持相对较低的细胞膜透性和较高的放
氧速率, 而非转基因植株上则不存在上述现象(郭
鹏等2008)。PpHsp16.4在苔藓热、盐和渗透胁迫
恢复过程中发挥重要作用(Ruibal等2013)。在拟南
芥中, 过表达LimHSP16.45基因可提高转基因植株
对非生物逆境的抗性 (Mu等2013)。王明乐等
(2015)研究发现CsHSP17.2在花中表达量最高, 且
响应高温、干旱、高盐和外源脱落酸胁迫。高温
快速诱导ZmHSP17.7基因表达 , 超量表达Zm-
HSP17.7的转基因拟南芥在种子萌发和植株生长
过程中表现出更强的高温和干旱耐受性, 说明该
基因可以在植物防御高温、干旱及复合胁迫中发
挥一定作用(孙爱清等2015)。sHSPs的许多功能是
建立在分子伴侣基础上的, 它能够使错误折叠的
蛋白质被降解, sHSPs通过结合部分变性蛋白或变
性的蛋白质底物来阻止未折叠或错误蛋白的不可
逆聚集。sHSPs具有使细胞内蛋白维持稳定状态
的功能, 从而保证信号转导、新陈代谢、转录、
翻译等生命过程的顺利进行(Basha等2004; Fried-
rich等2004; Haslbeck等2004)。
巴西橡胶树原产于南美洲亚马逊河流域, 属
于典型的热带高大乔木。我国属非传统植胶区,
巴西橡胶树主要种植在海南、云南、广东等地区,
地理位置决定橡胶树在生长周期中不可避免地遭
受低温、台风和干旱等非生物逆境胁迫的影响。
橡胶树生存、生长发育、胶乳的形成与生长环境
有密切关系, 作为橡胶树生长环境中的重要因子,
逆境胁迫必然会对橡胶树的生长、发育和胶乳代
谢等造成影响。因此, 如何提高橡胶树对逆境胁
迫的耐受性, 是橡胶树研究领域一项重要且有潜
在应用价值的课题。鉴于sHSPs在进化和功能上
的保守性, sHSPs可能在橡胶树对逆境胁迫耐受性
中发挥重要作用。目前对植物sHSP的研究主要集
中在拟南芥、水稻和烟草等物种, 在木本植物橡
胶树中至今仍无报道。本文研究了巴西橡胶树
sHSP23.8基因克隆、生物信息学和表达, 为深入
研究HbsHSP23.8在橡胶树中的功能奠定基础。
材料与方法
1 实验材料与试剂
巴西橡胶树(Hevea brasiliensis Muell. Arg.)品
系热研7-33-97于1990年定植在中国热带农业科学
院试验农场五队, 采用S/2 d/4 (1/2螺旋割线, 每4 d
割一刀)割制, 本研究中不同组织实验材料取自热
研7-33-97健康树。
胶回收、质粒提取试剂盒购自OMEGA公司;
RNA提取试剂盒购自百泰克; SMARTTM RACE
cDNA扩增试剂盒购自Clontech公司; 反转录试剂
盒购于Fermnets公司; 其余的试剂药品购自大连宝
生物公司。大肠杆菌Escherichia coli BL21 (DE3)
和原核表达载体pET-28a为本实验室保存。
2 实验方法
2.1 不同处理
乙烯(ethylene, ET)和茉莉酸(jasmonic acid,
李德军等: 巴西橡胶树sHSP23.8基因的克隆、生物信息学及表达分析 1957
JA)处理材料为2003年定植于中国热带农业科学院
试验农场七队的未开割幼树。乙烯利和JA处理参
考Hao和Wu (2000)提供的方法进行, 处理浓度分别
为1%和0.3%, 以不作任何处理的幼树为对照, 采集
处理后0、4、8、24、48和72 h胶乳。
干旱、低温和NaCl胁迫处理选用橡胶树热
研7-33-97组培苗为实验材料, 洗净组培苗根部泥
土后, 将组培苗放入清水中, 在30 ℃、湿度80%、
12 h光照(光照强度480 μmol·m-2·s-2)和12 h黑暗静
置培养2~3 d后进行逆境胁迫处理。低温(8 ℃)处
理具体参照安泽伟等(2010)方法进行; 干旱和NaCl
胁迫处理分别参照Zhang等(2012)和王瑞刚等
(2005)方法进行 , 分别采用16% PEG8000和
1 mol·L-1 NaCl分别模拟干旱和高盐胁迫条件, 以
不作任何处理的组培苗为对照, 分别采集处理后
0、3、24和48 h叶片用于RNA提取。
2.2 总RNA提取及cDNA第一链合成
参照Tang等(2007)和Kiefer等(2000)的方法提
取橡胶树不同组织总RNA, 利用DNase I (RNase
free)去除RNA中少量的DNA, 对总RNA进行定量
和电泳检测。样品cDNA第一链合成按照Rever-
tAidTM第一链cDNA合成试剂盒说明书提供的方法
进行。
2.3 HbsHSP23.8全长cDNA克隆、序列、生物信
息学及进化分析
根据橡胶树sHSP23.8基因部分片段设计5′和
3′ RACE特异性引物(表1), 之后按照Clontech公司
SMART™ RACE扩增试剂盒说明书进行5′和3′
RACE操作。5′ RACE两轮扩增程序为94 ℃预变
性5 min; 94 ℃变性30 s, 72 ℃延伸2 min, 5个循环;
94 ℃变性30 s, 70 ℃退火30 s, 72 ℃延伸1.5 min,
5个循环; 之后是94 ℃变性30 s, 68 ℃退火30 s,
72 ℃延伸1 min, 25个循环; 72 ℃延伸7 min。3′
RACE第1轮扩增条件为94 ℃预变性5 min; 94 ℃变
性30 s, 60 ℃退火30 s, 72 ℃延伸1 min, 25个循环;
72 ℃延伸7 min。用3′ RACE第一轮扩增稀释产物
为模板进行第二轮PCR扩增, 扩增反应条件同第一
轮, 扩增产物经胶回收后连接到pMD18-T载体, 挑
取阳性克隆经PCR和酶切验证后送上海生工生物
工程技术服务有限公司测序。
根据获得的HbsHSP23.8 cDNA序列设计正反
向引物HbsHSP23.8F和HbsHSP23.8R (表1), 用Py-
robestTM DNA酶进行PCR扩增以验证HbsHSP23.8
全长序列。扩增程序为94 ℃预变性5 min; 94 ℃变
性30 s, 58 ℃退火30 s, 72 ℃延伸1 min, 35个循环;
7 2 ℃延伸 7 m i n。扩增产物回收后连接到
pMD18-T载体, 挑取阳性克隆送上海生工生物工
程技术服务有限公司测序。
利用NCBI的ORF finder查找HbsHSP23.8最长
开放阅读框。通过搜索NCBI中Conserved Domain
Database预测蛋白结构域和特性; 利用DNAstar 7.0
预测基因最长开放阅读框编码氨基酸、分子量和
等电点。利用ExPAsy中Protscale分析蛋白亲水性
和疏水性, 用TMHMM软件预测蛋白跨膜区域。
利用SignalP和TargetP预测蛋白信号肽和亚细胞
定位。
2.4 HbsHSP23.8表达模式分析
采用罗氏LightCycler 2.0实时荧光定量RT-
PCR系统对HbsHSP23.8基因表达模式进行分析。
取不同实验材料RNA逆转录合成cDNA第一链, 将
逆转录产物稀释5倍后做为实时定量RT-PCR分析
模板。反应体系为20 µL, 包括2 µL模板、10 µL
2×SYBR Premix和10 µmol·L-1的上、下游荧光定
量特异引物各0.3 µL (终浓度为0.15 µmol·L-1)。
PCR扩增程序如下: 先是94 ℃预变性30 s, 94 ℃
5 s, 58 ℃ 30 s, 72 ℃ 20 s, 共45个循环; 接下来是
72 ℃延伸7 min。以18S RNA基因作为内参基因,
序列见表1。每个样品重复3次, 利用LightCycler
4.05软件自动进行基线和Cp值分析, 计算出基因的
相对表达量。
实验结果
1 HbsHSP23.8克隆及序列分析
在分析橡胶树树皮转录组深度测序数据发现
3个TSA序列(JR361709、JR344839和JR352530)与
植物sHSP序列高度相似。用CAP3组装3个TSA序
列发现它们为同一个sHSP基因, 将其命名为Hb-
sHSP23.8。利用HbsHSP23.8基因部分已知序列进
一步搜索课题组组装的热研7-33-97转录组数据库,
最终获得HbsHSP23.8基因长741 bp, 在此序列的基
础上设计3′和5′ RACE引物, 3′和5′ RACE按照试剂
盒说明书进行操作, HbsHSP23.8基因3′和5′ RACE
植物生理学报1958
第二轮扩增产物见图1-A。分别测序HbsHSP23.8
基因5′和3′ RACE扩增产物, 得到HbsHSP23.8基因
5′和3′ RACE扩增产物大小为251和300 bp, 分析测
序结果表明基因的3′ RACE产物包含ployA序列,
说明已获得基因完整的3′末端序列。
拼接已知序列、3和5′ RACE扩增序列后得到
HbsHSP23.8基因长为1 002 bp, 根据基因拼接序列
设计引物扩增并测序验证基因拼接序列。如图
1-B所示, HbsHSP23.8基因扩增产物1 000 bp左右,
回收扩增产物连接到pMD18-T载体, 挑选阳性克
隆进行测序。比对HbsHSP23.8基因测序结果与拼
接序列发现两者一致, 经验证后HbsHSP23.8基因
和推测氨基酸序列如图2所示。HbsHSP23.8基因
序列已提交NCBI数据库, 登录号为KT376983。
HbsHSP23.8除去polyA长为977 bp, 5′和3′非编码区
表1 HbsHSP23.8基因克隆和表达分析所用引物序列
Table 1 The primers sequences used in gene cloning and expression analysis of HbsHSP23.8
引物名称 引物序列(5′→3′) 用途
HbsHSP23.8-5R1 CTGGTCCATTAGGTTCCACAC 5′ RACE
HbsHSP23.8-5R2 CGACCACATCTGGGAAGAAAC
HbsHSP23.8-3R1 GCAAACAGGACGTCAAAGTG 3′ RACE
HbsHSP23.8-3R2 GAGTGGAAGAAGGTACTCAAG
HbsHSP23.8F GATGTTCTTTCTTAATTGAACTC 验证cDNA全长
HbsHSP23.8R GGCAACGTTTTGATAAATTACAG
Hb18SF GCTCGAAGACGATCAGATACC 扩增内参
Hb18SR TTCAGCCTTGCGACCATAC
HbsHSP23.8-RTF CTCCAACGAGGACTCTGAG 检测HbsHSP23.8表达水平
(除去polyA)分别为202和130 bp, 最长ORF含有645
bp, 编码的蛋白质含214个氨基酸, 预测分子量约
为23.85 kDa, 等电点为7.88。
2 HbSHSP23.8蛋白的生物信息学分析
通过搜索NCBI中Conserved Domain Database
发现HbsHSP23.8蛋白在序列C端有大小为74个氨
基酸的α-晶体蛋白保守区域(ACD), 属于α-晶体-热
激蛋白23类超基因家族特有结构域, 并且在ACD
分别预测到10个多肽结合位点, 以上两个特征对
sHSP行使其功能至关重要(图2)。
利用软件对HbsHSP23.8进行生物信息学分
析, 主要包括蛋白疏水性、信号肽、亚细胞定位
分析、磷酸化位点和二级结构预测。
HbsHSP23.8蛋白存在亲水和疏水区域, 为不
稳定蛋白, 平均亲水性数值都为负值, 预测为亲水
性蛋白。与HbsHSP23.8为亲水性蛋白预测结果一
致, 在HbsHSP23.8蛋白中未预测到跨膜区域。Hb-
sHSP23.8蛋白不含有信号肽, 亚细胞定位预测结
果显示HbsHSP23.8定位在叶绿体可能性最大。
HbsHSP23.8蛋白中预测到17个丝氨酸、1个苏氨
酸和1个酪氨酸位点, 以上位点可能发生磷酸化。
二级结构预测结果显示HbsHSP23.8由α螺旋、β转
角、延伸链和大量的随机卷曲组成。
3 HbHSP23.8基因的表达模式分析
用随机引物将提取的总RNA进行反转录, 选
取橡胶树18S rRNA作为内参, 采用实时定量RT-
PCR分析HbsHSP23.8在不同组织、叶片不同发育
时期、逆境胁迫及乙烯和茉莉酸处理条件下的表
达模式。
图1 HbsHSP23.8基因3′和5′ RACE及全长PCR产物电泳图
Fig.1 The electrophoresis of 3′, 5′ RACE and full-length
PCR products of HbsHSP23.8
A和B分别为HbsHSP23.8基因RACE和全长PCR产物电泳
图。M、1、2、3、4分别为DL2000 Marker、负对照、5′ RACE第
二轮、3′ RACE第二轮和基因全长PCR产物。
李德军等: 巴西橡胶树sHSP23.8基因的克隆、生物信息学及表达分析 1959
3.1 HbsHSP23.8在不同组织和叶片发育时期的表
达分析
实时定量RT-PCR分析结果表明, HbsHSP23.8
在不同组织中均有表达, 其表达存在差异。Hb-
sHSP23.8在胶乳中表达最高 , 接下来依次是雄
花、树皮、雌花、叶片和花药(图3-A)。此外, Hb-
sHSP23.8在橡胶树叶片不同发育时期表达存在显
著变化, 在变色期表达最高, 在稳定期表达最低(图
3-B)。
3.2 在不同胁迫下HbsHSP23.8的表达分析
实时定量RT-PCR分析结果表明干旱、低温
和高盐胁迫均能调控HbsHSP23.8表达(图4)。在低
温处理下HbsHSP23.8表达先下降再升高后下降。
在高盐胁迫下, HbsHSP23.8表达存在显著变化, 处
理3 h开始升高, 24 h达到峰值, 之后开始下降。在
干旱处理下, HbsHSP23.8表达整体下调, 呈下降-
升高-下降模式, 最低表达量出现在48 h。综合以
上分析结果, 推测HbsHSP23.8参与橡胶树多种逆
境胁迫并在其中发挥重要作用。
3.3 在茉莉酸和乙烯处理下HbsHSP23.8的表达分析
实时定量RT-PCR分析结果表明乙烯和茉莉
酸均能显著调控HbsHSP23.8表达。如图5所示, 乙
图2 HbsHSP23.8的核苷酸序列、推测氨基酸序列及蛋白特征
Fig.2 The nucleotide, deduced amino acid sequences and characterization of HbsHSP23.8
下划线部分为α-晶体蛋白保守结构域(ACD), #表示多肽结合位点, 小写字母为3 UTR和5 UTR。
图3 在不同组织及叶片不同发育时期的HbsHSP23.8表达模式
Fig.3 Expression patterns of HbsHSP23.8 in different tissues and different developmental stages of leaves
植物生理学报1960
图4 在逆境条件下HbsHSP23.8的表达分析
Fig.4 Expression profiles of HbsHSP23.8 under stress treatments
图5 乙烯和茉莉酸处理对HbsHSP23.8表达的影响
Fig.5 Effects of ET and JA treatments on expression of HbsHSP23.8
烯和茉莉酸处理后HbsHSP23.8表达存在波动。茉
莉酸处理下, HbsHSP23.8表达呈下降-升高-下降-
升高-下降模式, 表达最低和最高值分别出现在处
理后4和48 h。乙烯处理4 h后HbsHSP23.8表达显
著下降, 并达到最低值, 之后呈上升-下降-上升趋
势。以上结果说明HbsHSP23.8可能参与橡胶树乙
烯和茉莉酸相关信号传导。
讨  论
不同植物的同种sHSPs在氨基酸组成上具有
高度同源性, 所有sHSPs的C端都有一个保守的
ACD结构域。本研究克隆了一个橡胶树sHSP蛋白
基因HbsHSP23.8。在HbsHSP23.8蛋白中预测到
ACD存在, 此外还预测到HbsHSP23.8中含有多肽
结合位点。二级结构分析显示HbsHSP23.8蛋白二
级结构同样具有sHSP蛋白的典型特征, 由α螺旋、
β转角、延伸链和大量的随机卷曲组成。以上特
征对 s H S P蛋白行使功能至关重要 , 推测H b -
sHSP23.8蛋白具有小热激蛋白活性。
由于sHSPs合成与逆境应答相关, 人们普遍认
为sHSPs的作用在于保护逆境中的细胞, 使其免受
不利环境带来的伤害。许多小热激蛋白能够提高
植物的耐冷性, Soto等(2002)的研究结果表明, 低温
处理可以诱导CsHSP17.5基因在栗子根、茎中的
表达。刘箭和庄野真理子(2001)研究发现低温能
够诱导线粒体sHSP在叶片中表达。Wang等(2005)
认为过量表达CPsHSP可以提高番茄的抗寒性。
王明乐等(2015)研究发现CsHSP17.2响应高温、干
旱、高盐和外源脱落酸胁迫。ZmHSP17.7基因可
以在植物防御高温、干旱及复合胁迫中发挥一定
作用(孙爱清等2015)。此外, 很多sHSPs在非生物
胁迫因素比如重金属、臭氧、紫外线和高渗透压
等情况下也表达。与以上报道结果一致, 本研究
结果表明HbsHSP23.8表达受干旱、低温和盐胁迫
调控, 推测HbsHSP23.8参与橡胶逆境胁迫反应并
在其中发挥重要作用。我国属非传统植胶区, 橡
胶树生长周期内经常受到台风、低温和季节性干
旱等逆境条件影响。鉴于HbsHSP23.8在逆境处理
李德军等: 巴西橡胶树sHSP23.8基因的克隆、生物信息学及表达分析 1961
的表达模式, 进一步揭示HbsHSP23.8功能对提高
橡胶树逆境胁迫的耐受性具有重要意义。
在没有环境压力的情况下, 植物sHSPs的合成
通常出现在某一特定的发育阶段, 如胚胎发生、
种子萌发、花粉发育及果实成熟期。如棉花中的
4个小热激蛋白基因至少能在根、茎、叶中的一
个组织中有所表达; 水稻中存在着呈组成型表达
的细胞质I类小热激蛋白基因, 紫茎泽兰中也有类
似的发现(杨娟等2009; 朱勋路等2010; 贺亚军等
2008)。与以上研究结果一致, HbsHSP23.8在橡胶
树不同组织和叶片发育时期表达存在变化。Hb-
sHSP23.8在胶乳中表达明显高于其他组织, 暗示
其在胶乳中具有重要功能。乙烯和茉莉酸是在橡
胶树中研究较为深入且应用较广的激素, 乙烯作
为橡胶树增产刺激剂, 通过延长排胶时间提高橡
胶产量; 茉莉酸能诱导橡胶树乳管分化, 乳管分化
能力和数目多少是橡胶树是否高产的一个重要标
志。sHSPs的许多功能是通过分子伴侣实现的, 其
具有维持细胞内蛋白稳定状态的功能, 从而保证
信号转导、新陈代谢、转录、翻译等生命过程的
顺利进行(Basha等2004; Friedrich等2004; Haslbeck
等2004)。此外, sHSPs能够与细胞骨架元件结合,
在细胞骨架形成和保护方面起着重要作用。在此
过程中, sHSPs磷酸化是发挥生物学功能的前提
(Fujit等2004)。割胶是收获橡胶树胶乳的必要环
节, 该过程涉及大量蛋白合成和降解及乳管细胞
骨架的重建。在HbsHSP23.8中预测到19个可能的
磷酸化位点, 暗示HbsHSP23.8可能通过磷酸化参
与橡胶树产排胶过程。
参考文献
安泽伟, 陈根辉, 程汉, 赵彦宏, 谢黎黎, 黄华孙(2010). 橡胶树冷应
答转录组cDNA-AFLP分析. 林业科学, 46: 62~67
郭鹏, 隋娜, 于超, 郭尚静, 黄新纯, 孟庆伟(2008). 转入甜椒热激蛋
白基因CaHSP18提高番茄的耐冷性. 植物生理学通讯, 44 (3):
409~412
贺亚军, 郭旺珍, 张天真(2008). 棉花6个小分子质量热激蛋白基因
的序列, 表达与定位. 作物学报, 34 (9): 1574~1580
刘箭, 庄野真理子(2010). 番茄线粒体和内质网小分子热激蛋白基
因的分子克隆. 植物学报, 43 (2): 138~145
潘佳佳(2010). 百合小热激蛋白的克隆及初步分析[学位论文]. 兰
州: 兰州大学
孙爱清, 葛淑娟, 董伟, 单晓笛, 董树亭, 张杰道(2015). 玉米小分子
热激蛋白ZmHSP17.7基因的克隆与功能分析. 作物学报, 41
(3): 414~421
王明乐, 朱旭君, 王伟东, 王炫清, 林明露, 黎星辉(2015). 茶树小分
子量热激蛋白基因CsHSP17.2的克隆与表达分析. 南京农业
大学学报, 38 (3): 389~394
王瑞刚, 陈少良, 刘力源, 郝志勇, 翁海娇, 李鹤, 杨爽, 段杉(2005).
盐胁迫下3种杨树的抗氧化能力与耐盐性研究. 北京林业大学
学报, 27: 46~52
杨娟, 戴伟民, 强胜(2009). 紫茎泽兰细胞质小热激蛋白HSP17.7基
因的cDNA克隆与表达. 北京林业大学学报, 31 (1): 106~112
朱勋路, 朱习红, 辜小苹, 徐莺, 陈放(2010). 一个麻疯树胞质Ⅱ类
小热激蛋白基因JcHSP17.5的克隆和异源表达. 植物生理学通
讯, 46 (5): 441~447
Almoguera C, Jordano J (1992). Developmental and environmental
concurrent expression of sunflower dry-seed-stored low-molecu-
lar-weight heat-shock protein and Lea mRNAs. Plant Mol Biol,
19: 781~792
Basha E, Lee GJ, Breci LA, Hausrath AC, Buan NR, Giese KC, Vi-
erling E (2004). The identity of proteins associated with a small
heat shock protein during heat stress in vivo indicates that these
chaperones protect a wide range of cellular functions. J Biol
Chem, 279 (9): 7566~7575
Coca MA, Almoguera C, Thomas TL, Jordano J (1996). Differential
regulation of small heat-shock genes in plants: analysis of a
water-stress-inducible and developmentally activated sunflower
promoter. Plant Mol Biol, 31 (4): 863~876
DeRocher AE, Vierling E (1994). Developmental control of small heat
shock protein expression during pea seed maturation. Plant J, 5:
93~102
Friedrich KL, Giese KC, Buan NR, Vierling E (2004). Interactions
between small heat shock protein subunits and substrate in small
heat shock protein-substrate complexes. J Biol Chem, 279 (2):
1080~1089
Fujita Y, Ohto E, Katayama E, Atomi Y (2004). αB-Crystallin-coated
MAP microtubule resists nocodazole and calcium-induced disas-
sembly. J Cell Sci, 117 (9): 1719~1726
Gupta SC, Sharma A, Mishra M, Mishra RK, Chowdhuri DK (2010).
Heat shock proteins in toxicology: how close and how far?. Life
Sci, 86 (11): 377~384
Hao BZ, Wu JL (2000). Laticifer differentiation in Hevea brasiliensis:
induction by exogenous jasmonic acid and linolenic acid. Ann
Bot, 85 (1): 37~43
Haslbeck M, Braun N, Stromer T, Richter B, Model N, Weinkauf S,
Buchner J (2004). Hsp42 is the general small heat shock protein
in the cytosol of Saccharomyces cerevisiae. EMBO J, 23 (3):
638~649
Kiefer E, Heller W, Ernst D (2000). A simple and efficient protocol for
isolation of functional RNA from plant tissues rich in secondary
metabolites. Plant Mol Biol Rep, 18: 33~39
Lindquist S, Craig EA (1988). The heat-shock proteins. Annu Rev
Genet, 22 (1): 631~677
Morimoto RI, Santoro MG (1998). Stress-inducible responses and
heat shock proteins: new pharmacologic targets for cytoprotec-
tion. Nat biotechnol, 16: 833~838
Mu CJ, Zhang SJ, Yu GZ, Chen N, Li XF, Liu H (2013). Overexpres-
sion of small heat shock protein LimHSP16.45 in Arabidopsis
植物生理学报1962
enhances tolerance to abiotic stresses. PLoS ONE, 8 (12):
e82264
Neta SI, Isaacson T, Lurie S, Veiss D (2005). Dual role for tomato
HSP21: protecting photosystem II from oxidative stress and
promoting color changes during fruit maturation. Plant Cell, 17:
1829~1838
Parsell DA, Lindquist S (1993). The function of heat-shock proteins
in stress tolerance: degradation and reactivation of damaged pro-
teins. Annu Rev Genet, 27 (1): 437~496
Ruibal C, Castro A, Carballo V, Szabados L, Vidal S (2013). Recov-
ery from heat, salt and osmotic stress in Physcomitrella patens
requires a functional small heat shock protein PpHsp16.4. BMC
Plant Biol, 13: 174
Scharf KD, Siddique M, Vierling E (2001). The expanding family of
Arabidopsis thaliana small heat stress proteins and a new family
of proteins containing α-crystallin domains (Acd proteins). Cell
Stress Chaperones, 6 (3): 225~237
Soto A, Allona I, Collada C, Guevara MA, Casado R, Rodri-
guez-Cerezo E, Aragoncillo C, Gomez L (1999). Heterologous
expression of a plant small heat-shock protein enhances Esche-
richia coli viability under heat and cold stress. Plant Physiol, 120
(2): 521~528
Sun W, Bernard C, van de Cotte B, Van Montagu M, Verbruggen N
(2001). At-HSP17.6A, encoding a small heat-shock protein in
Arabidopsis, can enhance osmotolerance upon overexpression.
Plant J, 27 (5): 407~415
Tang CR, Huang DB, Yang JH, Liu SJ, Sakr S, Li HP, Zhou YH, Qin
YX (2010). The sucrose transporter HbSUT3 plays an active
role in sucrose loading to laticifer and rubber productivity in ex-
ploited trees of Hevea brasiliensis (para rubber tree). Plant Cell
Environ, 33: 1708~1720
Vierling E (1991). The roles of heat shock proteins in plants. Annu
Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 42: 579~620
Wang L, Zhao CM, Wang YJ, Liu J (2005). Overexpression of chlo-
roplast-localized small molecular heat-shock protein enhances
chilling tolerance in tomato plant. J Plant Physiol Mol biol, 31
(2): 167~174
Waters ER, Aevermann BD, Sanders-Reed Z (2008). Comparative
analysis of the small heat shock proteins in three angiosperm
genomes identifies new subfamilies and reveals diverse evolu-
tionary patterns. Cell Stress Chaperon, 13 (2): 127~142
Wehmeyer N, Hernandez LD, Finkelstein RR, Vierling E (1996). Syn-
thesis of small heat-shock proteins is part of the developmental
program of late seed maturation. Plant Physiol, 112 (2): 747~757
Zhang QQ, Zhu JH, Ni YM, Cai YB, Zhang ZL (2012). Expression
profiling of HbWRKY1, an ethephon-induced WRKY gene in
latex from Hevea brasiliensis in responding to wounding and
drought. Trees, 26: 587~595