全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2014, 50 (8): 1096~1108　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2014.00761096
收稿 2014-04-18　　修定 2014-06-13
资助 国家自然科学基金(31272154)。
* 通讯作者(E-mail: hyqiaaa@126.com; Tel: 024-88342305)。
植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用
曹嵩晓, 张冲, 汤雨凡, 齐红岩*
沈阳农业大学园艺学院, 设施园艺省部共建教育部重点实验室, 辽宁省设施园艺重点实验室, 沈阳110866
摘要: 脂氧合酶(lipoxygenase, LOX)作为植物脂肪酸氧化途径的关键酶, 是多基因家族, 在植物生长发育中起重要作用。本
文综述了脂氧合酶的蛋白结构特征、催化反应的位置特异性、分类及其代谢途径, 重点介绍了LOX代谢途径中的氢过氧
化物裂解酶(hydroperoxide lyase, HPL)支路和丙二烯氧化物合酶(allene oxide synthase, AOS)支路, 最后阐述了LOXs在植物
成熟衰老和逆境胁迫中的作用, 为通过基因工程手段改善果实品质以及提高植物抗逆性提供了一定的理论依据。
关键词: 脂氧合酶; 蛋白特性; 成熟衰老; 逆境胁迫; 基因家族
Protein Characteristic of the Plant Lipoxygenase and the Function on Fruit
Ripening and Senescence and Adversity Stress
CAO Song-Xiao, ZHANG Chong, TANG Yu-Fan, QI Hong-Yan*
Key Laboratory of Protected Horticulture of Liaoning Province, Key Laboratory of Protected Horticulture, Ministry of Education,
College of Horticulture, Shenyang Agricultural University, Shenyang 110866, China
Abstract: Lipoxygenase (LOX) which belongs to a multigene familiy is a key enzyme of fatty acid oxidation
pathway and plays important roles in growth and development in plants. Here the characteristics of LOXs, re-
gio-specificity of catalytic reaction, classification and metabolic pathways were reviewed in this paper. In the
LOX metabolic pathway, the hydroperoxide lyase (HPL) and allene oxide synthase (AOS) pathway were em-
phasized. Finally the function of LOXs on the fruit ripening and senescence and adversity stress were elaborat-
ed. The review will provide theoretical basis for improving fruit quality and plant stress resistance by genetic
engineering.
Key words: lipoxygense; protein characteristic; ripening and senescence; adversity stress; gene family
脂氧合酶(LOXs, EC 1.13.11.12)又名脂肪氧
化酶, 是生物体内特别是高等植物中广泛存在的
一类非血红素铁蛋白, 它催化含有顺, 顺-1, 4-戊二
烯结构的多不饱和脂肪酸加氧反应, 从而形成氢
过氧化物, 它们普遍存在于动物、植物和真菌中
(Brash 1999; Porta和Rocha-Sosa 2002; Liavonchan-
ka和Feussner 2006)。LOX是双加氧酶单体蛋白,
在动物中分子量为75~80 kDa, 而在植物中为
94~105 kDa (Liavonchanka和Feussner 2006)。在植
物中, 亚油酸(linoleic acid, LA)和亚麻酸(linolenic
acid, LeA)是其主要的底物, 经LOXs转变成氢过氧
化物(Feussner和Wasternack 2002)。
LOX最早被报道于粮食作物大豆中(Andre和
Hou 1932), 目前已从多种植物中分离出LOX基因,
如拟南芥(AtLOX1~AtLOX6)、猕猴桃(AdLox1~Ad-
Lox6)及番茄(TomLoxA~TomLoxF) (Bannenberg等
2009; Zhang等2009; Mariutto等2011)。此外许多植
物基因组测序已经完成, 这使得更多的脂氧合酶
基因家族成员被发现, 如在黄瓜全基因组中鉴定
出23个家族成员(Liu等2011), 葡萄基因组中鉴定
出18个家族成员(Podolyan等2010)。同一植物中不
同LOX基因的时空表达存在差异, 意味着LOX基因
家族各个成员在植物生长发育过程中发挥着不同
的功能。LOX启动合成的一系列氢过氧化脂肪酸
以及它们的代谢产物统称为氧脂(oxylipins), 它们
在块茎发育(Kolomiets等2001)、线虫侵染(Leone
等2001)、果实成熟(Chen等2004)、根瘤发育(Ha-
yashi等2008)、病菌防御(Wang等2008)、性别决定
(Acosta等2009)、衰老(Seltmann等2010)以及种子
发芽(Rudolph等2011)中起到了重要作用。近年来,
曹嵩晓等: 植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用 1097
关于不同植物中新发现的LOXs及功能分析的报道
越来越多, LOXs在植物生长发育过程中的作用得
到越来越多的关注, 本文综述了近年来有关LOXs
的蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的
研究进展, 以期为LOXs的进一步研究提供一定的
参考。
1 脂氧合酶的蛋白特性
1.1 LOX蛋白结构特征
植物LOX是含有2个结构域的95~100 kDa的
单体蛋白质, 氨基末端结构域是一个约25~30 kDa
的β-桶结构, 与所谓的C2结构域结构相关, 它的确
切功能尚不清楚, 但是有研究表明它参与膜或底
物的结合, 约55~65 kDa羧基端结构域主要由α-螺
旋组成且含有LOX酶的催化位点(Andreou和Fe-
ussner 2009)。每个LOX蛋白都含有一个非血红素
的铁作为活性中心的催化成分, 活性中心的铁与5
个氨基酸残基、水或氢氧化物配体配位(图1)。在
植物中, 这5个氨基酸包括3个组氨酸(His)、1个天
冬氨酰(Asn)和1个异亮氨酸(Ile)。LOXs是多功能
酶, 至少可以催化三种不同的反应: (1)底物氧化反
应(双加氧反应)、 (2)氢过氧化油脂的二次转化(氢
过氧化物酶反应)和(3)环氧白三烯的形成(白三烯
合成反应)。然而在生理条件下, 双加氧反应在植
物更普遍(Liavonchanka和Feussner 2006)。
化脂肪酸异构体可能是由LOX的两个独立的催化
特性所造成的, 这两个特性分别是: (1)立体选择性
脱氢。对植物来说, 大多数研究表明PUFAs脱氢几
乎只发生在C-11。(2)经中间脂肪酸自由基的重排,
氧插入的位点选择性。最终当C-11的氢被移除时,
分子氧可以进入[+2]或[-2]位点从而导致在C-13或
C-9双氧的插入(Liavonchanka和Feussner 2006; An-
dreou和Feussner 2009)。
对于LOX催化反应的位置特异性, 有两种模
型可以用于解释其反应机制。第一种是根据哺乳
动物LOXs的数据建立的空间相关模型(space-relat-
ed model; 图2, 上面): 脂肪酸底物通常以它的甲基
末端首先进入活性位点, “底物结合口袋”的深度决
定了脱氢位置 , 同时也决定了分子氧插入的位
置。然而, 在植物LOX反应中, 天然底物亚油酸和
亚麻酸中只有一个双烯丙基亚甲基易接近, 对此
空间相关模型不能很好的解释。根据第二种方向
依赖模型(orientation-dependent model; 图2, 下面),
认为底物方向在双氧插入位置中起决定性作用,
它导致了酶的不同位置特异性: 对于13-LOXs来
说, 底物的甲基末端先进入活性位点, 然而对于
9-LOXs, 底物以它的羧基末端进入活性位点。最
近的研究表明, 对于许多植物LOXs来说, 两种模型
的结合版本可解释此反应机制, 因为底物的反方
向是由“底物结合口袋”中的可用空间所决定的
(Feussner和Wasternack 2002; Liavonchanka和Fe-
ussner 2006)。在“底物结合口袋”的底部, 占用空
间较大的组氨酸(H)或苯丙氨酸(F)几乎出现在所
有植物13-LOXs中, 而缬氨酸(V)出现在9-LOXs中
(Liavonchanka和Feussner 2006)。这已经被相关研
究证实, 在黄瓜脂质体LOX (cslbLOX)中位于608
位的H定点诱变成V后, 13-LOX活性转变为9-LOX
活性, 这表明此位点的氨基酸对底物过氧化位置
的特异性起关键作用(Hornung等1999)。酶和底物
互作结构模型表明这个突变可能去遮蔽了“底物结
合口袋”中精氨酸(Arg)的正电荷胍基, 因而胍基可
能与底物的羧基形成盐桥从而有利于翻转底物的
头尾方向(Hornung等1999)。
对大多数植物来说, LOX酶的“底物结合口
袋”底部如果是(Ser/Thr)–Val可能是植物9-LOX, 然
而如果是(Cys/Ser/Thr)–(Phe/His)有可能是植物13-
LOX (Liavonchanka和Feussner 2006)。但是也有例
1.2 LOX催化反应的位置特异性
在生理条件下双加氧反应在植物中是普遍的,
它们的主要底物是C18多不饱和脂肪酸(polyunsat-
urated fatty acids, PUFAs), 反应生成的两种氢过氧
图1 植物脂氧合酶活性位点的空间结构
Fig.1 Active site coordination sphere of the plant LOXs
参考Andreou和Feussner (2009)文献。
植物生理学报1098
外, 小立碗藓(Physcomitrella patens) PpLOX1和油
菜(Brassica napus) Bn-lox-2fl的第一个氨基酸分别
为His和Arg (Senger等2005; Terp等2006), 而在豌豆
(Pisum sativum)根LOX、玉米(Zea mays) ZmLOX6
和苦瓜(Mormordica charantia)种子LOX中, 第二个
氨基酸位点分别为Tyr、Tyr和Gln (Veronico等
2006; Gao等2008; Hornung等2008)。
1.3 LOX途径
通常经由LOX及其后续反应催化PUFAs的代
谢过程被称为LOX途径, 除此之外少数PUFAs还可
以被α-DOX (α-dioxygenase)转化成C18-α-hy-
dro(pero)xy PUFAs或C17-PUFAs, 或自氧化变成di-
nor isoprostanes等物质(Feussner和Wasternack
2002)。LOX途径是脂肪酸氧化的重要途径之一,
在高等植物中以亚油酸和亚麻酸为主要底物, 催
化产生的氢过氧化物(hydroperoxides, HPOs)可以
通过至少7条不同的支路生成具有一定生物活性
的化合物(如图3), 它们分别是: (1)氢过氧化物裂解
酶(hydroperoxide lyase, HPL)支路, HPL催化脂肪
酸碳骨架氧化裂解, 形成C6或C9醛、醇和相应的
C12和C9脂肪酸; (2)丙二烯氧化物合酶(allene ox-
ide synthase, AOS)支路, 在这条支路中会生成茉莉
酸类物质; (3)联乙烯醚合酶(divinyl ether synthase,
DES)支路, 氢过氧化物在DES作用下, 生成联乙烯
醚脂肪酸类化合物, 这类化合物可能与植物的抗
逆反应相关(Chehab等2007); (4) POX (peroxygen-
ase)支路, 是脂肪酸氢过氧化物转变成环氧或者二
氢烯醇脂肪酸的过程; 此外还包括环氧醇合成酶
(epoxy alcohol synthase, EAS)支路, 还原酶(reduc-
tase)支路, 以及LOX本身催化的支路。其中研究的
较多且较清楚的两条支路分别为:
1.3.1 HPL支路 由HPL支路产生的六碳和九碳的
醛、醇以及相应的酯, 通常被命名为绿叶挥发物
(green leafy volatiles, GLVs)。GLV通常是由C18多
不饱和脂肪酸, 例如亚油酸或亚麻酸, 经由LOX途
径的HPL支路形成。如图4以亚麻酸为底物时, 经
由LOX催化使碳氢骨架的C9和C13位点发生过氧
化反应, 分别生成9-氢过氧化物(9-HPOT)和13-氢
过氧化物(13-HPOT)。9-HPOT经由HPL催化, 生成
C9-oxo-酸和(3Z, 6Z)-壬二烯醛(3Z, 6Z-nonadienal),
随后通过异构酶(3Z, 2E-enal isomerase, 3Z, 2E-EI)
和醇脱氢酶(alcohol dehydrogenase, ADH)催化产生
相应的C9醛、醇。13-HPOT经由HPL的进一步代
谢形成12-oxo-(Z)-9-碳烯酸(12-oxo-(Z)-9-dodece-
noic acid) (愈伤素的前体)和3Z-己烯醛(3Z-hexen-
al), 3Z-己烯醛经由异构酶和ADH的作用生成C6
醛、醇, 其中醇酰基转移酶(alcohol acyltransferase,
AAT)将3Z-己烯醇(3Z-hexenol)和乙酰CoA催化形
图2 空间相关模型和方向依赖模型
Fig.2 Space-related model and orientation-dependent model
参考Andreou和Feussner (2009)文献, 有所修改。
曹嵩晓等: 植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用 1099
成3Z-己烯醇乙酸酯(3Z-hexenyl acetate), 2E-己烯
醛(2E-hexenal)由烯醛氧化还原酶(alkenal oxidore-
ductase, AER)还原成为己醛(hexanal) (Schwab等
2008; Gigot等2010)。其中C6绿叶挥发物作为信号
物质, 可以诱导防御基因的表达(Bate和Rothstein
1998), 并且拥有抑菌和激发抗病信号传导的作用
(Prost等2005)。
1.3.2 AOS支路 在植物体中, 通常是以叶绿体膜上
的α-亚麻酸为底物, 经过13-脂氧合酶(13-LOX)转
变为13-氢过氧亚麻酸(13-HPOT), 然后在13-丙二
烯氧化物合酶(13-AOS)的作用下生成不稳定的丙
二烯氧化物(allene oxide), 紧接着在丙二烯氧化物
环化酶(Allene oxide cyclase, AOC)的作用下将丙
二烯氧化物转变成具有光学活性的12-氧-植物二
烯酸(12-oxophytodienoic acid, OPDA), 此外丙二烯
氧化物还可经非酶促反应直接水解成α-酮醇(α-ke-
tol)、γ-酮醇(γ-ketol)和外消旋OPDA。在过氧化物
酶体中, OPDA还原酶(12-oxophytodienoate reduc-
tase, OPR)催化OPDA的还原反应生成OPC-8:0
[3-oxo-2(2’(Z)-pentenyl)-cyclopentane-1-octanoic
a c id ] , 最后经过3轮β氧化反应而生成茉莉酸
(+)-7-iso-JA (Schaller等2005; Wasternack 2007) (图
图3 脂氧合酶的代谢途径
Fig.3 The LOX metabolic pathway
参考Feussner和Wasternack (2002)文献, 有所修改。
植物生理学报1100
5)。茉莉酸(JA)以及它的衍生物在植物的生长发
育(Acosta等2009; Yan等2012)以及病菌和食草诱导
的防御响应(Browse 2009; Koo和Howe 2009)中起
重要的作用。
1.4 LOX的分类
1.4.1 系统进化树构建 对植物LOXs进行分类有两
种方法。第一种方法是根据其加氧位置不同, 把
LOX分成两类, 即9-LOX和13-LOX (Feussner和
Wasternack 2002)。9-LOX可能在植物的器官发育
和果实成熟软化进程中起作用(Porta和Rocha-Sosa
2002), 但是具体的功能尚未得到证实。此外, 越来
越多证据表明, 9-LOX衍生物作为信号参与细胞程
序性死亡(Cacas等2005; Hwang和Hwang 2010), 而
且具有抗菌活性(Prost等2005) 。而13-LOX参与逆
境和胁迫条件下的防御反应, 在醛类和醇类物质
合成中起作用, 并普遍认为 13-LOX 催化多不饱和
脂肪酸(PUFAs)向JA的转化, 以及与植物挥发性物
质的合成有关。
第二种分类方法是根据它们的氨基酸氨基末
端质体转运肽的有无: (1)不含有质体转运肽的酶,
相互之间有很高的序列相似性(>75%), 它们被命
名为type I LOX, 包括9-和13-LOX。另外还有非传
统的脂氧合酶9/13-LOX, 例如水稻中的OsLOX1就
属于此种类型, 它产生的C-9和C-13氢过氧化物的
比例为4:3 (Wang等2008)。(2)含有质体转运肽的
LOXs, 这些酶之间有中度序列相似性(>35%), 被
命名为typeII LOX, 目前为止typeII LOX几乎全部
为13-LOX (Feussner和Wasternack 2002; Andreou和
Feussner 2009)。
通过查阅已发表的关于LOX的国内外文献,
将几种植物已知功能的LOXs的氨基酸序列用
Clustalx软件进行序列比对, 然后用MEGA5软件构
建系统进化树, 如图6所示。结果显示, 52个LOX
蛋白被分为两类, 即type I和type II。type I可分为
单子叶植物LOXs和双子叶植物LOXs, type I双子
叶植物LOXs大体上又可分为9-LOXs和13-LOXs,
但是其中豌豆LOXN2 (Veronic等2006)、茶树
CaSLOX1 (Liu和Han 2010)以及橄榄OeLOX
(Palmieri-Thiers等2009)都属于9/13-LOX。其中,
type I单子叶植物LOXs的作用与害虫、病原菌的
防御有关, 而type I双子叶植物9-LOXs和13-LOXs
主要与植物的生长发育和抵御逆境胁迫相关。另
外, ZmLOX6是玉米中的一个特殊的LOX, 它的氨
基酸序列氨基末端不含有叶绿体转运肽但却定位
图4 GLVs生物合成途径
Fig.4 The biosynthesis pathway of GLVs
参考Schwab等(2008)文献, 有所修改。其中AAT: 醇酰基转移酶; ADH: 醇脱氢酶; ARE: 烯醛氧化还原酶; HPL: 氢过氧化物裂解酶;
LOX: 脂氧合酶。
曹嵩晓等: 植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用 1101
图5 茉莉酸(JA)生物合成途径
Fig.5 The biosynthesis pathway of JA
参考Schaller等(2005)修改, 有所修改。
在叶绿体基质中, ZmLOX6失去了LOX活性却保留
了HPL活性(Gao等2008)。
II类13-LOXs被分为A和B两个亚组, 2个亚组
中大部分LOXs与机械损伤和病原体侵染有关。其
中A组的StLOX2 (Farmaki等2007)、TomLOXC
(Chen等2004)以及Oep2LOX2 (Padilla等2009)与C6
挥发物和香气的合成相关, B组中的ZmTS1 (Acos-
ta等2009)、AtLOX3以及AtLOX4 (Caldelari等
2011)还与花的雄性可育相关, 有报道称茉莉酸类
物质[包括JA、茉莉酸甲酯(MeJA)和它们的前体
OPDA]对许多发育过程(例如花粉成熟、花药开
裂)中起重要作用(Sanders等2000; Stintzi和Browse
2000)。
LOX系统进化树分析对预测未知LOX的生物
化学特征和生理学作用是有帮助的, 但是预测结
果可能与实际情况并不完全一致, 例如玉米Zm-
LOX10和ZmlLOX11的氨基酸序列相似性>90%,
但是它们在不同的器官中表达且它们具有不同的
生理功能(Nemchenko等2006), 因此对未知LOX蛋
白除了进行系统进化树预测外, 通过实验进一步
确认其功能是必需的。
1.4.2 LOX基因家族成员的功能多样性 在同一植
物体中已经鉴定出多种LOX异构体, 它们各自有
不同功能, 其中模式植物拟南芥和番茄中LOX异
构体的研究较清楚。在拟南芥中, 已经鉴定出6个
LOX基因(Bannenberg等2009)。AtLOX1被病原
菌、ABA和MeJA所诱导(Melan等1993); AtLOX2
不参与植株的衰老进程(Seltmann等2010), 特异地
参与JA前体的生成, AtLOX2的反义抑制减少了损
伤诱导的JA积累(Bell等1995); AtLOX3和AtLOX4
基因参与茉莉酸合成, 这两个基因双突变体表现
雄性不育, 喷施JA后恢复育性(Caldelari等2011);
AtLOX6对茉莉酸合成的相对贡献随着与叶梢伤口
距离的增加而增加, 并且AtLOX6是唯一远离损伤
叶片的叶片中早期茉莉酸合成起始所必需的13-
LOX (Chauvin等2013)。
在番茄中, TomLOXA在果实成熟期间表达下
降, 而在ACC氧化酶被抑制的低乙烯和对乙烯不
敏感的Nr (Never-ripe)果实中TomLOXA表达降低并
且果实成熟被推迟(Griffiths等1999); TomLOXB表
达出现在绿熟期果实并被乙烯增强(Ferrie等1994;
Griffiths等1999); TomLOXC在成熟的起始阶段才发
现, 它参与果实挥发化合物的合成(Heitz等1997;
Chen等2004), 此外TomLOXC在果实和叶片中C5挥
发物的生成中起到了重要作用, C5挥发物在番茄
植株遭受机械损伤后增加(Shen等2014); TomLOXD
在果实中表达量较低, 但是被损伤快速诱导(Heitz
等1997), 通过TomLOXD在番茄中的超表达表明它
参与内源JA的合成和在抵御生物、非生物胁迫中
起作用(Hu等2013); TomLOXE表达出现在破色期
果实(Chen等2004); TomLOXF编码13-LOX并被恶
臭假单胞菌(Pseudomonas putida) BTP1激活(Mar-
植物生理学报1102
图6 几种植物脂氧合酶氨基酸序列的系统进化树分析
Fig.6 Phylogenetic tree analysis of the amino acid sequences of known plant LOXs
图中氨基酸序列来源及Genbank编号如下, 玉米(Zea mays) ZmLOX1 (AF271894)、ZmLOX3 (AF329371)、ZmLOX6 (DQ335764)、
ZmLOX10 (DQ335768)、ZmLOX11 (DQ335769)和ZmTS1 (Swiss-Prot accession numbers A1XCI3); 水稻(Oryza sativa) OsLOX1 (DQ389164)
和r9-LOX1 (AB099850); 番茄(Lycopersicum esculentum) TomLOXA (U09026)、TomLOXB (U09025)、TomLOXC (U37839)、TomLOXD
(U37840)、TomLOXE (AY008278)和TomLOXF (FJ617476); 拟南芥(Arabidopsis thaliana) AtLOX1 (NM_104376)、AtLOX2 (AY062611)、
AtLOX3 (AJ249794)和AtLOX4 (NM_105911); 烟草(Nicotiana tabacum) NaLOX1 (X84040)、NaLOX2 (AY254348) 和NaLOX3 (AY254349);
马铃薯(Solanum tuberosum) StLOX1 (X95513)、StLOX2 (X96405)和 StLOX3 (X96406); 桃(Prunus persica) PpLOX1 (EU883638)、PpLOX2
(FJ029110)、PpLOX3 (FJ032015) 和PpLOX4 (EF568783); 葡萄(Vitis vinifera) VvLOXA (FJ858255)、VvLOXC (FJ858256) 和VvLOXO
(FJ858257); 橄榄(Olea europaea) OeLOX (EU678670)、Oep1LOX2 (EU513352)和Oep2LOX2 (EU513353); 黄瓜(Cucumis sativus) cslbLOX
(X92890)、CsLOX1 (U25058)、CsLOX2 (KC429651); 辣椒(Capsicum annuum ) CaLOX1 (FJ377708)、CaLOX2 (JQ219046); 大豆(Glycine
max) GmLOX9 (EU003576)和GmLOX10 (EU003577); 杨树(Populus deltoids) PdLOX1 (DQ131178)、PdLOX2 (DQ131179); 杏(Prunus
dulcis) LOX1:Pd:1 (AJ404331)和LOX1:Pd:2 (AJ418043); 花生(Arachis hypogaea) PnLOX2 (DQ068249); 菜豆(Phaseolus vulgaris) PvLOX6
(EF196866); 豌豆(Pisum sativum) LOXN2 (AJ749702); 甘蓝(Brassica oleracea) BoLOX (EF123056); 鬼箭锦鸡儿(Caragana jubata) CjLOX
(EF530043); 茶树(Camellia sinensis) CasLOX1 (EU195885); 榛子(Corylus avellana) CaLOX (AJ417975)。
曹嵩晓等: 植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用 1103
iutto等2011)。
此外, 在马铃薯中还鉴定出了3个不同的LOX
(Royo等1996): LOX1在根和块茎中表达并参与块
茎的生长发育(Kolomiets等2001; Royo等1996);
LOX2在叶片中表达; LOX3在叶片和根中表达。
LOX2 (LOX-H1)和LOX3 (LOX-H3)都含有叶绿体转
运肽, 都定位于叶绿体的基质和类囊体中(Farmaki
等2007), 对损伤显示出了不同的表达类型, 马铃薯
LOX2 (LOX-H1)在损伤后24 h内转录积累稳定的增
加, 然而LOX3 (LOX-H3)转录瞬时增加, 在损伤后
30 min达到最大积累量(Royo等1996)。LOX-H1的
共抑制减少了GLVs中C6醇和醛的释放, 但是并没
有影响本底水平和损伤诱导的JA含量(León等
2002), 而LOX-H3的反义抑制既没有影响GLVs的
释放(León等2002)也没有影响到本底水平和损伤
诱导的JA积累(Royo等1999)。以上研究表明, 在同
一生物体中, 不同的LOX基因在其生长发育过程中
有不同的时空表达模式和功能。
2 LOX与果实成熟衰老
研究表明LOX通过对植物细胞膜破坏作用,
催化游离的不饱和脂肪酸产生脂质过氧化自由基,
直接作用于膜磷脂中的结合态不饱和脂肪酸, 导
致磷脂双分子层的破坏, 磷脂双分子层一旦遭到
破坏, 细胞膜的透性就会大大增加, 溶质开始渗漏,
膜的分室效应丧失, 使代谢紊乱和机体衰老, 引起
植物机体的成熟与衰老(魏云潇和叶兴乾2009; 魏
建梅等2012)。
2.1 LOX与乙烯合成
乙烯作为一种植物激素, 在促进果实成熟和
衰老过程中发挥着重要的作用。前人研究表明,
LOX的反应产物可能通过参与对跃变型果实乙烯
的启动, 进而加快果实的成熟(罗云波1994; 许文平
等2000; 何全光等2011)。通过乙烯利处理可以促
使果实中LOX活性增高, 促进果实软化(郑诚乐等
2008; 张莹莹等2010), 而使用NO处理‘肥城’桃果
实, ACC氧化酶、乙烯合成和LOX活性都降低, 从
而减缓果实软化进程(Zhu等2006)。1-甲基环丙烯
(1-methylcyclopropene, 1-MCP)是一种环丙烯类化
合物, 它可以阻断乙烯受体与受体蛋白的结合, 抑
制乙烯诱导果实成熟和衰老。丁建国等(2003)在
研究中发现, 用1-MCP处理猕猴桃果实后, 明显推
迟了乙烯跃变高峰和LOX活性高峰的出现, 延缓
了果实后熟软化进程。在苹果、甜柿、黄金梨以
及葡萄等植物的研究中也得出相似的结果(魏建梅
和马锋旺 2009; 胡芳等2009; 田长平等2010; 李志
文等2011)。
在植物LOX基因家族成员与果实成熟关系中
的研究发现, 猕猴桃中AdLox1和AdLox5的表达随
乙烯积累而增强, 而AdLox2、AdLox3和AdLox4的
表达随乙烯积累而减少(Zhang等2006)。在桃果实
正常成熟期间, PpLOX1、PpLOX2和PpLOX3的表
达随着乙烯释放量的增加而增加, MeJA处理后导
致乙烯释放高峰提前, 桃果实中3个LOX基因的表
达水平在贮藏的早期阶段急剧增加, 但是在后期
明显减少(Han等2011)。在番茄中, 利用3个突变体
来研究果实成熟期间乙烯和生长发育因子对不同
LOX基因表达的影响, 结果表明在果实成熟期间乙
烯和生长发育因子共同调控TomLOXA、TomLOXB
和TomLOXC 3个基因的表达并且3个基因在果实成
熟期间分别有不同的功能(Griffiths等1999)。因而,
LOX和乙烯的相互关系并不是简单线性的, 而是
更为复杂的, 由多因素综合调控的过程。
2.2 LOX与果实香气合成
植物香气产生于果实的成熟过程中, 香气物
质主要包括萜类、醇类、醛类和酯类等挥发性物
质, 其中挥发性酯类物质是植物香气物质中的重
要种类, 主要包括支链酯类和直链酯类等。一些
研究已表明, 支链和含芳香环的挥发性酯类物质
(如乙酸-2-甲基-丁酯、乙酸苯甲酯等)的生物合成
为氨基酸前体途径(齐红岩等2010), 而苹果、桃、
猕猴桃和番茄等果实中直链香气物质的生物合成
主要源于以亚油酸和亚麻酸等不饱和脂肪酸为前
体的LOX途径(乜兰春等2004; Zhang等2006,
2010)。
许多研究表明, LOX是香气合成途径的关键
限制因素。在对LOX、ADH和AAT等酶活性分析
的基础上, 认为三者协同作用影响甜瓜果实的香
气类型(齐红岩等2011); 在对草莓树(Arbutus une-
do)果实的挥发化合物的研究中发现, 在果实成熟
前期以由LOX途径生成的醇、醛及酯为主, 在果
实成熟后期这3种挥发物逐渐减少(Oliveira等
2011); 在苹果中发现, 乙烯利处理增强LOX活性,
植物生理学报1104
促进酯类合成前体物质累积, 同时增强苹果特征
香气的形成, 而果实经1-MCP处理后, LOX活性降
低, 香气物质含量也相应降低(Li等2006)。
不同植物LOX基因家族成员与果实香气合成
关系的研究发现, 在猕猴桃果实中克隆的6个LOX
基因中, AdLox1和AdLox5的表达水平随乙烯积累
而增强, 可能参与了果香型香气形成, 而AdLox4和
AdLox6表达丰度在果实成熟进程中趋于下降, 可
能参与了清香型香气形成(Zhang等2006, 2009); 在
桃果实中克隆出4个LOXs, 认为PpLOX1和PpLOX4
与成熟果实中内酯合成相关 , 而P p L O X 2和
PpLOX3可能与C6醛的合成相关(Zhang等2010); 从
橄榄果实中分离出的2个LOX基因Oep1LOX2和
Oep2LOX2, 它们都属于13-LOX, 其中Oep2LOX2
主要参与了橄榄油香气的形成(Padilla等2009)。虽
然许多学者对LOX与果实香气形成的关系进行了
研究, 但是有关LOX途径是如何参与果实香气形
成的具体机制尚不明确。因此还需要进行更加深
入全面的探讨。
3 LOX与逆境胁迫
植物在生长过程中, 各种不利因素都会对植
物产生生存压力即逆境胁迫, 逆境胁迫包括生物
和非生物胁迫, 生物胁迫主要为昆虫和病原菌对
植物的伤害, 非生物胁迫主要为各种不利的环境
因素对植物的伤害。植物LOX催化膜脂过氧化反
应产生的氢过氧化物以及含氧自由基等物质参与
了信号转导, 在抵御环境胁迫过程中具有重要作
用。许多研究表明, 当植物体受到病原菌、虫害
等生物胁迫(石延霞等2008; 范艳玲等2010)和干
旱、低温、高温、机械损伤等非生物胁迫(葛云侠
等2007; 高慧和饶景萍2007; 庞学群等2008; 姜爱
丽等2010)时, 植物体中LOX活性升高, 从而产生对
逆境的抗性。
3.1 逆境胁迫相关的LOX基因
目前已经从多种植物中克隆到了许多与逆境
胁迫相关的LOX基因, 如水稻的OsLOX1和豌豆的
LOXN2都有双重位置特异性, 都可增强对机械损
伤的抗性(Wang等2008; Veronico 等2006); 鬼箭锦
鸡儿中克隆到了在低温中诱导表达的CjLOX基因,
有可能在低温响应的JA信号途径起了重要的作用
(Bhardwaj等2011); 辣椒中的CaLOX1和花生中
PnLOX2基因受病原菌诱导表达(Hwang和Hwang
2010; Yan等2012)。此外除上述的LOX外, 美洲杨
的PdLOX1和PdLOX2, 玉米的ZmLOX10、甘蓝的
BoLOX以及辣椒的CaLOX2被病原体、机械损伤
和植物激素所诱导, 这些基因可能在生物和非生
物胁迫中起作用(Cheng等2006; Nemchenko等
2006; Zheng等2007; 贾庆利等2012)。
在同一植物中LOX基因家族成员受到逆境胁
迫时表达量有所不同, 在机械损伤后3 h, 葡萄中
VvLOXO的转录水平是对照的30倍, 而VvLOXD的
转录水平无明显变化。在真菌感染后, VvLOXO、
VvLOXC和VvLOXD的转录水平与对照相比明显提
高, 而VvLOXA的转录水平反而下降(Podolyan等
2010)。在黄瓜中, 也观察到12个LOX基因在非生
物胁迫(冷害、创伤、盐害)中的表达水平有明显
不同(Yang等2012)。从上可知在同一生物体中, 不
同的LOX基因在逆境胁迫中可能有不同的功能。
3.2 抗逆相关的AOS和HPL支路
对LOX途径生成产物的进一步研究发现 ,
AOS和HPL支路分别产生的茉莉酸类物质和GLVs
都是调控防御相关的强有力信号(Birkett等2000;
Engelberth等2007; Kishimot等2006)。尽管GLVs和
JA普遍被认为是经由LOX途径生成的, 但是其生
成方式具有多样性和物种特异性。例如, 定位在
叶绿体的水稻OsLOX1, 研究表明它为LOX途径的
AOS和HPL支路提供底物(Wang等2008), 而在其他
的报道中AOS和HPL支路所用的底物可能是由不
同的LOX异构体提供的(Halitschke等2004; Zhou等
2009), 如在马铃薯中LOX-H1的共抑制减少了绿叶
挥发物C6醇和醛的释放, 但是并没有影响本底水
平和损伤诱导的JA含量(León等2002), 它可能为
HPL支路提供底物; 烟草NaLOX3和水稻OsHI-LOX
为AOS支路提供了底物, 但是没有为HPL支路提供
底物(Halitschke和Baldwin 2003; Zhou等2009); 定
位在玉米叶绿体中的ZmLOX8为AOS支路提供底
物产生JA, 而定位在非叶绿体细胞器中的Zm-
LOX10是唯一一个为HPL支路提供底物以产生
GLVs的玉米LOX, 它可以调控GLV、JA和食草诱
导的植物挥发物(herbivore-induced plant volatile
production, HIPV)的产生以抵御害虫侵害(Chris-
tensen等2013)。
曹嵩晓等: 植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用 1105
4 展望
最近几十年来越来越多的植物中发现了新的
LOX基因, 它们在植物生长发育过程中有不同的时
空表达模式和生理功能, 在植物生长发育中的调
控机制逐渐清晰。在LOX途径中, 相关研究报道
较多的AOS和HPL支路研究的较清楚, 其分别生成
JA和GLVs。JA与它的衍生物在植物的生长发育
和防御响应中有重要作用, 而GLVs可以诱导防御
基因的表达和具有抑菌的作用, 此外GLVs还可以
进一步经由ADH与AAT酶的催化而生成果实成熟
中释放的香气。因此研究LOX在逆境胁迫和果实
香气合成中的作用, 可以为通过基因工程改善果
实的香气和提供抗病性开辟一条新的途径。
目前许多植物的基因组测序已经完成, 我们
可以直接从植物基因组数据库中获得关于LOX的
序列信息, 面对这些日益增加的LOX基因信息, 进
一步明确它们的基因功能是当前迫切需要的。根
据已发表的相关文献, 发现不同的LOX异构体分
别为AOS和HPL支路提供底物, 而LOX实际通过哪
一条支路发挥作用也是我们需要确认的。因此在
对LOX进行功能验证之前, 可将获得的新LOX氨
基酸序列与已知功能的其他植物LOX氨基酸序列
进行比对分析聚类, 预测其可能的功能, 然后通过
转基因技术使目的基因在植物体中稳定超表达或
者将目的基因特异沉默来确认新的LOX是通过哪
一条支路发挥作用及其生理学功能。
参考文献
丁建国, 陈昆松, 许文平, 徐昌杰(2003). 1-甲基环丙烯处理对美味
猕猴桃果实后熟软化的影响. 园艺学报, 30 (3): 277~280
范艳玲, 李新岗, 韩颖, 张学武(2010). 虫害挥发物对邻近枣树直接
防御反应的激发作用. 西北农林科技大学学报(自然科学版),
38 (5): 106~110
高慧, 饶景萍(2007). 冷害对贮藏油桃膜脂脂肪酸及相关酶活性的
影响. 西北植物学报, 27 (4): 710~714
葛云侠, 姚允聪, 张杰, 韩振海(2007). 干旱胁迫对杏脂氧合酶活性
的影响. 果树学报, 24 (1): 102~104
何全光, 邝健飞, 陈建业, 陆旺金(2011). 脂氧合酶在香蕉果实成熟
过程中的作用. 中国农业科学, 44 (1): 118~124
胡芳, 马书尚, 张继澍, 韩青梅, 赵刚, 武春林(2009). 1-甲基环丙烯
对‘富有’甜柿采后主要生理指标及细胞超微结构的影响. 园
艺学报, 36 (4): 487~ 492
贾庆利, 巩振辉, 李大伟(2012). 辣椒定位于叶绿体的13-脂氧合酶
基因(CaLOX2)克隆及表达分析. 农业生物技术学报, 20 (10):
1126~1134
姜爱丽, 马艳, 胡文忠, 田密霞, 刘程惠(2010). 切割伤害对油桃果实
后熟软化及乙烯合成的影响. 食品科学, 31 (2): 264~268
李志文, 张平, 刘翔, 李江阔, 集贤, 王罡(2011). 1-MCP结合冰温贮
藏对葡萄采后品质及相关生理代谢的调控. 食品科学, 32 (20):
300~305
罗云波(1994). 脂氧合酶与番茄采后成熟的关系. 园艺学报, 21 (4):
357~360
乜兰春, 孙建设, 黄瑞虹(2004). 果实香气形成及其影响因素. 植物
学通报, 21 (5): 631~637
庞学群, 黄雪梅, 李军, 张昭其(2008). 热水处理诱导香蕉采后抗病
性及其对相关酶活性的影响. 农业工程学报, 24 (2): 221~225
齐红岩, 关小川, 李岩, 李金燃, 邱丽妍(2010). 嫁接对薄皮甜瓜果皮
和果肉中主要酯类、游离氨基酸及酯类合成相关酶活性的影
响. 中国农业科学, 43 (9): 1895~1903
齐红岩, 李岩, 关小川, 李金燃, 邱丽妍, 郝晶(2011). 两个不同类型
薄皮甜瓜品种成熟特性、香气成分及其相关酶活性分析. 中
国农业科学, 44 (4): 771~780
石延霞, 于洋, 傅俊范, 李宝聚(2008). 病原菌诱导后黄瓜叶片中
脂氧合酶活性与茉莉酸积累的关系. 植物保护学报, 35 (6):
486~490
田长平, 王延玲, 刘遵春, 王传增, 孙家正, 王娜, 陈学森(2010).
1-MCP和NO处理对黄金梨主要贮藏品质指标及脂肪酸代谢
酶活性的影响. 中国农业科学, 43 (14): 2962~2972
魏建梅, 马锋旺(2009). 苹果果实β-Gal和LOX活性变化特征及其与
果实软化的关系. 园艺学报, 36 (5): 631~638
魏建梅, 齐秀东, 张海娥, 冉辛拓, 乐文全(2012). 京白梨果实采后
PG、糖苷酶和LOX活性变化及其基因表达特性. 园艺学报,
39 (1): 31~39
魏云潇, 叶兴乾(2009). 果蔬采后成熟衰老酶与保护酶类系统的研
究进展. 食品工业科技, 30 (12): 427~431
许文平, 陈昆松, 李方, 张上隆(2000). 脂氧合酶、茉莉酸和水杨酸
对猕猴桃果实后熟软化进程中乙烯生物合成的调控. 植物生
理学报, 26 (6): 507~514
张莹莹, 任小林, 王雷存, 李猛(2010). 苹果果实发育及成熟软化过
程中LOX的活性特点. 西北农业学报, 19 (9): 159~162
郑诚乐, 王晓飞, 潘东明, 许伟东(2008). 乙烯利处理对毛叶枣果实
采后保护酶活性及膜透性的影响. 江西农业大学学报, 30 (1):
36~39
Acosta IF, Laparra H, Romero SP, Schmelz E, Hamberg M, Mottinger
JP, Moreno MA, Dellaporta SL (2009). tasselseed1 is a lipoxy-
genase affecting jasmonic acid signaling in sex determination of
maize. Science, 323 (5911): 262~265
Andre E, Hou KW (1932). The presence of a lipoid oxidase in soy
bean, Glycine soya. Lieb CR Acad Sci, 194: 645~647
Andreou A, Feussner I (2009). Lipoxygenases—structure and reaction
mechanism. Phytochemistry, 70: 1504~1510
Bannenberg G, Martínez M, Hamberg M, Castresana C (2009). Diver-
sity of the enzymatic activity in the lipoxygenase gene family of
Arabidopsis thaliana. Lipids, 44 (2): 85~95
Bate NJ, Rothstein SJ (1998). C6-volatiles derived from the lipoxy-
genase pathway induce a subset of defense-related genes. Plant J,
16 (5): 561~569
Bell E, Creelman RA, Mullet JE (1995). A chloroplast lipoxygenase is
required for wound-induced jasmonic acid accumulation in Ara-
bidopsis. Proc Natl Acad Sci USA, 92 (19): 8675~8679
Bhardwaj PK, Kaur J, Sobti RC, Ahuja PS, Kumar S (2011). Lipoxy-
植物生理学报1106
genase in Caragana jubata responds to low temperature, abscisic
acid, methyl jasmonate and salicylic acid. Gene, 483: 49~53
Birkett MA, Campbell CAM, Chamberlain K, Guerrieri E, Hick AJ,
Martin JL, Matthes M, Napier JA, Pettersson J, Pickett JA et
al (2000). New roles for cis-jasmone as an insect semiochem-
ical and in plant defense. Proc Natl Acad Sci USA, 97 (16):
9329~9334
Brash AR (1999). Lipoxygenases: occurrence, functions, catalysis, and
acquisition of substrate. J Biol Chem, 274 (34): 23679~23682
Browse J (2009). Jasmonate passes muster: a receptor and targets for
the defense hormone. Annu Rev Plant Biol, 60: 183~205
Cacas JL, Vailleau F, Davoine C, Ennar N, Agnel JP, Tronchet M,
Ponchet M, Blein JP, Roby D, Triantaphylides C et al (2005).
The combined action of 9 lipoxygenase and galactolipase is
sufficient to bring about programmed cell death during tobacco
hypersensitive response. Plant Cell Environ, 28 (11): 1367~1378
Caldelari D, Wang G, Farmer EE, Dong X (2011). Arabidopsis lox3
lox4 double mutants are male sterile and defective in global pro-
liferative arrest. Plant Mol Biol, 75: 25~33
Chauvin A, Caldelari D, Wolfender JL, Farmer EE (2013). Four
13-lipoxygenases contribute to rapid jasmonate synthesis in
wounded Arabidopsis thaliana leaves: a role for lipoxygenase 6
in responses to long-distance wound signals. New Phytol, 197 (2):
566~575
Chehab EW, Perea JV, Gopalan B, Theg S, Dehesh K (2007). Oxylip-
in pathway in rice and Arabidopsis. J Integr Plant Biol, 49 (1):
43~51
Chen G, Hackett R, Walker D, Taylor A, Lin Z, Grierson D (2004).
Identification of a specific isoform of tomato lipoxygenase
(TomloxC) involved in the generation of fatty acid-derived fla-
vor compounds. Plant Physiol, 136 (1): 2641~2651
Cheng Q, Zhang B, Zhuge Q, Zeng Y, Wang M, Huang M (2006).
Expression profiles of two novel lipoxygenase genes in Populus
deltoids. Plant Sci, 170 (6): 1027~1035
Christensen SA, Nemchenko A, Borrego E, Murray I, Sobhy IS, Bo-
sak L, DeBlasio S, Erb M, Robert CAM, Vaughn K et al (2013).
The maize lipoxygenase, ZmLOX10, mediates green leaf vola-
tile, jasmonate and herbivore-induced plant volatile production
for defense against insect attack. Plant J, 74: 59~73
Engelberth J, Seidl-Adams I, Schultz JC, Tumlinson JH (2007). Insect
elicitors and exposure to green leafy volatiles differentially up-
regulate major octadecanoids and transcripts of 12-oxo phytodi-
enoic acid reductases in Zea mays. Mol Plant Microbe Interact,
20 (6): 707~716
Farmaki T, Sanmartín M, Jiménez P, Paneque M, Sanz C, Vancanneyt
G, León J, Sánchez-Serrano JJ (2007). Differential distribution
of the lipoxygenase pathway enzymes within potato chloroplasts.
J Exp Bot, 58 (3): 555~568
Ferrie BJ, Beaudoin N, Burkhart W, Bowsher CG, Rothstein SJ (1994).
The cloning of two tomato lipoxygenase genes and their differ-
ential expression during fruit ripening. Plant Physiol, 106 (1):
109~118
Feussner I, Wasternack C (2002). The lipoxygenase pathway. Annu
Rev Plant Biol, 53: 275~297
Gao X, Stumpe M, Feussner I, Kolomiets M (2008). A novel plastidial
lipoxygenase of maize (Zea mays) ZmLOX6 encodes for a fatty
acid hydroperoxide lyase and is uniquely regulated by phytohor-
mones and pathogen infection. Planta, 227 (2): 491~503
Gigot C, Ongena M, Fauconnier ML, Wathelet JP, Jardin PD, Thonart
P (2010). The lipoxygenase metabolic pathway in plants: po-
tential for industrial production of natural green leaf volatiles.
Biotechnol Agron Soc Environ, 14 (3): 451~460
Griffiths A, Barry C, Alpuche-Solis AG, Grierson D (1999). Ethylene
and developmental signals regulate expression of lipoxygenase
genes during tomato fruit ripening. J Exp Bot, 50 (335): 793~798
Halitschke R, Baldwin IT (2003). Antisense LOX expression increas-
es herbivore performance by decreasing defense responses and
inhibiting growth-related transcriptional reorganization in Nico-
tiana attenuata. Plant J, 36 (6): 794~807
Halitschke R, Ziegler J, Keinänen M, Baldwin IT (2004). Silencing of
hydroperoxide lyase and allene oxide synthase reveals substrate
and defense signaling crosstalk in Nicotiana attenuate. Plant J,
40 (1): 35~46
Han M, Zhang T, Zhao C, Zhi J (2011). Regulation of the expression
of lipoxygenase genes in Prunus persica fruit ripening. Acta
Physiol Plant, 33 (4): 1345~1352
Hayashi S, Gresshoff PM, Kinkema M (2008). Molecular analysis of
lipoxygenases associated with nodule development in soybean.
Mol Plant Microbe Interact, 21(6):843~853
Heitz T, Bergey DR, Ryan CA (1997). A gene encoding a chloro-
plast-targeted lipoxygenase in tomato leaves is transiently
induced by wounding, systemin, and methyl jasmonate. Plant
Physiol, 114 (3): 1085~1093
Hornung E, Kunze S, Liavonchanka A, Zimmermann G, Kühn D,
Fritsche K, Renz A, Kühn H, Feussner I (2008). Identification of
an amino acid determinant of pH regiospecificity in a seed lip-
oxygenase from Momordica charantia. Phytochemistry, 69 (16):
2774~2780
Hornung E, Walther M, Kühn H, Feussner I (1999). Conversion of cu-
cumber linoleate 13-lipoxygenase to a 9-lipoxygenating species
by site-directed mutagenesis. Proc Natl Acad Sci USA, 96 (7):
4192~4197
Hu T, Zeng H, Hu Z, QV X, Chen G (2013). Overexpression of the to-
mato 13-lipoxygenase gene TomloxD increases generation of en-
dogenous jasmonic acid and resistance to Cladosporium fulvum
and high temperature. Plant Mol Biol Rep, 31 (5): 1141~1149
Hwang IS, Hwang BK (2010). The pepper 9-lipoxygenase gene
CaLOX1 functions in defense and cell death responses to micro-
bial pathogens. Plant Physiol, 152 (2): 948~967
Kishimoto K, Matsui K, Ozawa R, Takabayashi J (2006). ETR1-,
JAR1- and PAD2-dependent signaling pathways are involved in
C6-aldehyde-induced defense responses of Arabidopsis. Plant
Sci, 171 (3):415~423
Kolomiets MV, Hannapel DJ, Chen H, Tymeson M, Gladon RJ (2001).
Lipoxygenase is involved in the control of potato tuber develop-
ment. Plant Cell, 13 (3): 613~626
Koo AJK, Howe GA (2009). The wound hormone jasmonate. Phyto-
chemistry, 70: 1571~1580
曹嵩晓等: 植物脂氧合酶蛋白特性及其在果实成熟衰老和逆境胁迫中的作用 1107
León J, Royo J, Vancanneyt G, Sanz C, Silkowski H, Griffiths G, Sán-
chez-Serrano JJ (2002). Lipoxygenase H1 gene silencing reveals
a specific role in supplying fatty acid hydroperoxides for aliphat-
ic aldehyde production. J Biol Chem, 277 (1): 416~423
Leone A, Melillo MT, Bleve-Zacheo T (2001). Lipoxygenase in pea
roots subjected to biotic stress. Plant Sci, 161 (4): 703~717
Li DP, Xu YF, Sun LP, Liu LX, Hu XL, Li DQ, Shu HR (2006). Sali-
cylic acid, ethephon, and methyl jasmonate enhance ester regen-
eration in 1-MCP-treated apple fruit after long-term cold storage.
J Agric Food Chem, 54 (11): 3887~3895
Liavonchanka A, Feussner I (2006). Lipoxygenases: occurrence, func-
tions and catalysis. J Plant Physiol, 163 (3): 348~357
Liu S, Han B (2010). Differential expression pattern of an acidic
9/13-lipoxygenase in flower opening and senescence and in leaf
response to phloem feeders in the tea plant. BMC Plant Biol, 10:
228~242
Liu SQ, Liu XH, Jiang LW (2011). Genome-wide identification, phy-
logeny and expression analysis of the lipoxygenase gene family
in cucumber. Genet Mol Res, 10 (4): 2613~2636
Mariutto M, Duby F, Adam A, Bureau C, Fauconnier ML, Ongena
M, Thonart P, Dommes J (2011). The elicitation of a systemic
resistance by Pseudomonas putida BTP1 in tomato involves the
stimulation of two lipoxygenase isoforms. BMC Plant Biol, 11:
29
Melan MA, Dong X, Endara ME, Davis KR, Ausubel FM, Peterman
TK (1993). An Arabidopsis thaliana lipoxygenase gene can be
induced by pathogens, abscisic acid, and methyl jasmonate. Plant
Physiol, 101 (2): 441~450
Nemchenko A, Kunze S, Feussner I, Kolomiets M (2006). Duplicate
maize 13-lipoxygenase genes are differentially regulated by
circadian rhythm, cold stress, wounding, pathogen infection, and
hormonal treatments. J Exp Bot, 57 (14): 3767~3779
Oliveira I, de Pinho PG, Malheiro R, Baptista P, Pereira JA (2011).
Volatile profile of Arbutus unedo L. fruits through ripening stage.
Food Chem, 128(3): 667~673
Padilla MN, Hernández ML, Sanz C, Martínez-Rivas JM (2009).
Functional characterization of two 13-lipoxygenase genes from
olive fruit in relation to the biosynthesis of volatile compounds
of virgin olive oil. J Agric Food Chem, 57 (19): 9097~9107
Palmieri-Thiers C, Canaan S, Brunini V, Lorenzi V, Tomi F, Desseyn
JL, Garscha U, Oliw EH, Berti L, Maury J (2009). A lipoxygen-
ase with dual positional specificity is expressed in olives (Olea
europaea L.) during ripening. Biochim Biophys Acta, 1791 (5):
339~346
Podolyan A, White J, Jordan B, Winefield C (2010). Identification of
the lipoxygenase gene family from Vitis vinifera and biochemi-
cal characterisation of two 13-lipoxygenases expressed in grape
berries of Sauvignon Blanc. Funct Plant Biol, 37 (8): 767~784
Porta H, Rocha-Sosa M (2002). Plant lipoxygenases. physiological
and molecular features. Plant Physiol, 130 (1): 15~21
Prost I, Dhondt S, Rothe G, Vicente J, Rodriguez MJ, Kift N, Car-
bonne F, Griffiths G, Esquerré-Tugayé MT, Rosahl S et al (2005).
Evaluation of the antimicrobial activities of plant oxylipins
supports their involvement in defense against pathogens. Plant
Physiol, 139 (4): 1902~1913
Royo J, León J, Vancanneyt G, Albar JP, Rosahl S, Ortego F, Castane-
ra P, Sánchez-Serrano JJ (1999). Antisense-mediated depletion
of a potato lipoxygenase reduces wound induction of proteinase
inhibitors and increases weight gain of insect pests. Proc Natl
Acad Sci USA, 96 (3): 1146~1151
Royo J, Vancanneyt G, Pérez AG, Sanz C, Störmann K, Rosahl S,
Sánchez-Serrano JJ (1996). Characterization of three potato
lipoxygenase with distinct enzymatic activities and different
organ-specific and wound-regulated expression patterns. J Biol
Chem, 271 (35): 21012~21019
Rudolph M, Schlereth A, Körner M, Feussner K, Berndt E, Melzer
M, Hornung E, Feussner I (2011). The lipoxygenase-dependent
oxygenation of lipid body membranes is promoted by a pata-
tin-type phospholipase in cucumber cotyledons. J Exp Bot, 62 (2):
749~760
Sanders PM, Lee PY, Biesgen C, Boone JD, Beals TP, Weiler EW,
Goldberg RB (2000). The Arabidopsis DELAYED DEHIS-
CENCE1 gene encodes an enzyme in the jasmonic acid synthesis
pathway. Plant Cell, 12 (7): 1041~1061
Schaller F, Schaller A, Stintzi A (2005). Biosynthesis and metabolism
of jasmonates. J Plant Growth Regul, 23 (3): 179~199
Schwab W, Davidovich-Rikanati R, Lewinsohn E (2008). Biosynthe-
sis of plant-derived flavor compounds. Plant J, 54 (4): 712~732
Seltmann MA, Stingl NE, Lautenschlaeger JK, Krischke M, Mueller
MJ, Berger S (2010). Differential impact of lipoxygenase 2 and
jasmonates on natural and stress-induced senescence in Arabi-
dopsis. Plant Physiol, 152 (4): 1940~1950
Senger T, Wichard T, Kunze S, Göbel C, Lerchl J, Pohnert G, Fe-
ussner I (2005). A multifunctional lipoxygenase with fatty acid
hydroperoxide cleaving activity from the moss Physcomitrella
patens. J Biol Chem, 280 (9): 7588~7596
Shen J, Tieman D, Jones JB, Taylor MG, Schmelz E, Huffaker A, Bies
D, Chen K, Klee HJ (2014). A 13-lipoxygenase, TomloxC, is es-
sential for synthesis of C5 flavour volatiles in tomato. J Exp Bot,
65 (2): 419~428
Stintzi A, Browse J (2000). The Arabidopsis male-sterile mutant,
opr3, lacks the 12-oxophytodienoic acid reductase required
for jasmonate synthesis. Proc Natl Acad Sci USA, 97 (19):
10625~10630
Terp N, Göbel C, Brandt A, Feussner I (2006). Lipoxygenases during
Brassica napus seed germination. Phytochemistry, 67 (18):
2030~2040
Veronico P, Giannino D, Melillo MT, Leone A, Reyes A, Kennedy
MW, Bleve-Zacheo T (2006). A novel lipoxygenase in pea roots.
Its function in wounding and biotic stress. Plant Physiol, 141 (3):
1045~1055
Wang R, Shen W, Liu L, Jiang L, Liu Y, Su N, Wan J (2008). A nov-
el lipoxygenase gene from developing rice seeds confers dual
position specificity and responds to wounding and insect attack.
Plant Mol Biol, 66 (4): 401~414
Wasternack C (2007). Jasmonates: an update on biosynthesis, signal
transduction and action in plant stress response, growth and de-
velopment. Ann Bot, 100 (4): 681~697
植物生理学报1108
Yan C, Li C, Wan S, Zhang T, Zheng Y, Shan S (2012). Cloning, ex-
pression and characterization of PnLOX2 gene related to Asper-
gillus flavus-resistance from peanut (Arachis hypogaea L.) seed
coat. J Agr Sci, 4 (7): 67~75
Yan Y, Christensen S, Isakeit T, Engelberth J, Meeley R, Hayward
A, Emery RJ, Kolomiets MV (2012). Disruption of OPR7 and
OPR8 reveals the versatile functions of jasmonic acid in maize
development and defense. Plant Cell, 24 (4): 1420~1436
Yang XY, Jiang WJ, Yu HJ (2012). The expression profiling of the lip-
oxygenase (LOX) family genes during fruit development, abiotic
stress and hormonal treatments in cucmber (Cucumis sativus L.).
Int J Mol Sci, 13: 2481~2500
Zhang B, Chen K, Bowen J, Allan A, Espley R, Karunairetnam S,
Ferguson I (2006). Differential expression within the LOX gene
familiy in ripening kiwifruit. J Exp Bot, 57 (14): 3825~3836
Zhang B, Shen JY, Wei WW, Xi WP, Xu CJ, Ferguson I, Chen K
(2010). Expression of genes associated with aroma formation
derived from the fatty acid pathway during peach fruit ripening.
J Agric Food Chem, 58 (10): 6157~6165
Zhang B, Yin XR, Li X, Yang SL, Ferguson IB, Chen KS (2009).
Lipoxygenase gene expression in ripening kiwifruit in relation
to ethylene and aroma production. J Agric Food Chem, 57 (7):
2875~2881
Zheng SJ, van Dijk JP, Bruinsma M, Dicke M (2007). Sensitivity and
speed of induced defense of cabbage (Brassica oleracea L.):
dynamics of BoLOX expression patterns during insect and patho-
gen attack. Mol Plant Microbe Interact, 20 (11): 1332~1345
Zhou G, Qi J, Ren N, Cheng J, Erb M, Mao B, Lou Y (2009). Silenc-
ing OsHI-LOX makes rice more susceptible to chewing herbi-
vores, but enhances resistance to a phloem feeder. Plant J, 60 (4):
638~648
Zhu S, Liu M, Zhou J (2006). Inhibition by nitric oxide of ethylene
biosynthesis and lipoxygenase activity in peach fruit during stor-
age. Postharvest Biol Technol, 42 (1): 41~48