全 文 ：植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月 921
植物体中一氧化氮的检测方法及其应用
张丽丽 1, 2， 周杰1,*
山东农业大学 1化学与材料科学学院，2园艺科学与工程学院，山东泰安 271018
Methods for Determining Nitric Oxide in Plants and Their Applications
ZHANG Li-Li1, 2, ZHOU Jie 1,*
1College of Chemistry and Material Science, 2College of Horticulture Science and Engineering, Shandong Agricultural University,
Tai’an, Shandong 271018, China
提要： 文章介绍植物体中 NO的各种检测方法及其应用的研究进展。
关键词： 一氧化氮；检测；植物
收稿 2007-01-25 修定 　2007-07-15
* 通讯作者 (E-mail：zhoujie@sdau.edu.cn；Tel：0538-
8 2 4 2 1 7 4 )。
一氧化氮(NO)是一种具有水溶性和脂溶性的
气体分子，自 1992年被《科学》杂志评为“年
度分子”后(Koshland 1992)，关于NO的生物学
研究大量涌现，并成为生命科学领域研究的热点
之一。早在上世纪 70 年代，人们就发现植物能
释放 NO，并对其生长产生影响(Klepper 1979；
Anderson和Mansfield 1979)。直到 1998年人们发
现 N O 可以作为植物抗病反应的信号分子后
(Delledonne等 1998；Durner等 1998)，NO的植
物生物学研究才引起人们的广泛关注。研究发
现，N O 是植物体中普遍存在的关键信号分子
(Durner和Klessig 1999)，参与植物的多种生理过
程，例如能够促进根和叶片的生长发育(Gouvêa
等 1997；Corpas等 2006)，促进种子休眠和需光
种子的萌发(Beligni和 Lamattina 2000；Sarath等
2006)，延缓果实的成熟与衰老(朱树华等 2004；
Zhu等 2006；Zhu和 Zhou 2007)，并在植物受到
生物胁迫和非生物胁迫时参与其抗逆反应 (Zhao等
2001；Shi等 2005；Wang等 2006)。由于NO在
植物体内有如此多的作用，因而如何快速、灵敏
和直接地对其进行检测显得非常重要。但NO的
半衰期短，仅为 3~5 s，极易被氧化，在植物体
内含量极低，因此给检测带来诸多困难。迄今直
接检测植物体中NO的方法并不多，一些比较成
熟的检测动物体内NO的方法还难以直接应用于植
物组织内NO的检测，为了促进植物体内NO检测
方法研究的深入，本文就检测植物体内NO的方
法及其研究进展作一介绍。
1 化学发光法
NO能被臭氧(O3)氧化成激发态NO2*，NO2*
在返回基态时发射波长为 600~3 000 nm的光，因
此通过发射光的检测可以实现 NO 的定量测定。
此方法具有较高的灵敏度，目前在检测植物体内
NO时仍常采用。Rockel等(2002)将叶片总面积约
达500~1 000 cm2的整株向日葵(Helianthus annuus)
或菠菜(Spinacia oleracea)转移到实验装置中，植
物上部放在连续搅拌的釜式反应器内，其生成的
NO气体进入反应室中与O3作用，检测发光强度
就可测定出NO量。Planchet等(2005)也用此法成
功检测了烟叶(Nicotiana tabacum)及其细胞悬浮液
中释放的NO。此外，Planchet和Kaiser (2006)还
通过大量实验，将该法与荧光法测定NO进行了
比较，认为化学发光法测量气态NO比荧光法灵
敏，荧光法无法检测到的低浓度(≤ 1 nmol·L-1)
NO用化学发光法则可以测定。尽管臭氧化学发
光法有较高的灵敏度，但此法只能检测气相中
NO，对于溶液中的NO必须用惰性气体将其抽提
出来，但这易受样品中其他因素的干扰，因此其
所测定的NO含量并不能完全代表组织细胞内的实
际含量(Xu等 2004)。
NO能为过氧化氢(H2O2)氧化生成ONOO-，而
ONOO-作为一种强氧化剂能够氧化鲁米诺，使其
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呈激发态，当其返回基态时即发出强光，据此可
以定量测定NO。由于NO2-和NO3-均不能激发这
一反应，因此此法有较好的灵敏度和特异性而广
泛应用于动物样品溶液中 NO的测定(Kojima等
1997；Yao等 2002；Tsukada等 2003)。但由于
H2O2对植物体可能会产生伤害，因而NO的功能
分析受到限制(Xu等 2004)。目前，鲁米诺发光
法一般用于测定植物体中的H2O2，而用于NO的
检测还有待研究。
2 分光光度法
NO易被氧化生成NO2-，在酸性条件下溶液
中的NO2-可与Griess试剂发生重氮化反应，生成
橙红色产物，此产物在波长 550 nm处有最大吸收
峰，吸光度与NO2-或NO的含量成正比，以此可
以测定NO的量。如Abas等(2006)在研究马来西
亚一些传统蔬菜抑制NO产生时，将培育的细胞
悬浮液与等体积量的Griess试剂混合后，测其在
550 nm处的吸光度，以此确定 NO含量。Xu等
( 2 0 0 5 a )将 G r i e s s 试剂加入等量的贯叶连翘
(Hypericum perforatum)细胞悬浮液中，并在室温
下反应 30 min后，根据其吸光度可以计算出贯叶
连翘细胞释放的NO含量。此外，人们在研究马
铃薯(Solanum tuberosum，Beligni和 Lamattina
2002)和蚕豆(Vicia faba，Sokolovski等2005)中NO
的生理作用时，也用此种方法测定NO供体硝普
钠(sodium nitroprusside，SNP)和 S-亚硝基 -N-乙
酰青霉胺(S-nitroso-N-acetylpenicillamine，SNAP)
释放的NO量。但由于此法测定的是NO2-，所以
是一种间接测定 NO 的方法，其选择性较差。
此外，还可以根据 N O 与氧合血红蛋白
(HbO2)反应生成高铁血红蛋白(metHb)后，其最大
吸收波长会发生改变的原理检测波长401 nm和421
nm处吸光度的变化以确定NO含量变化。此法已
广泛用于检测植物体释放NO的研究。Clarke等
(2000)先用过氧化氢酶和超氧化物歧化酶处理拟南
芥(Arabidopsis thaliana)细胞悬浮液除去活性氧
(ROS)后，加入HbO2，反应后再测其吸收度，从
而确定NO的释放量。他们的实验表明，拟南芥
在受到病原体侵染后，细胞内NO的释放速率高
达 180 nmol·g-1 (FW) ·h-1。Orozco-Cárdenas和Ryan
(2002)将冷冻的番茄(Lycopersicon esculentum)叶片
捣碎、均化、离心后，采用此法测定其悬浮液
释放的NO量的结果表明，受伤的番茄叶中NO量
并未增加，但NO能抑制蛋白酶抑制剂基因的表
达。另外还有人在采用此法测定贯叶连翘细胞
(Xu等2005a)和大豆(Glycine max)初生根组织悬浮
液(Hu等 2005)的NO生成量中也获得成功。但血
红蛋白除与NO作用外，还能与活性氧等发生反
应，因此用此法难以准确检测 NO 的实际含量。
3 电化学法
电化学法是直接测定 NO 的一种常用方法，
主要包括还原法、氧化法及催化氧化法。是根据
NO易失去电子被氧化后在正极发生电化学反应的
原理，通过测定反应产生的氧化电流大小检测
NO的浓度(定天明等 2005)。此法能够实现溶液中
NO的实时在线检测，而且灵敏度高。Floryszak-
Wieczorek等(2006)用Nafion膜修饰的铂电极检测
了属于常春藤叶型的蔓性天竺葵(Pe largonium
peltatum)叶片中产生的NO，他们认为要实现对目
标植物组织或细胞产生的内源 NO 的在线检测，
电化学法似乎有一定的应用前景。此外，人们通
过电极的基础实验研究，迄今已开发出几种商品
化的NO微传感器，其中World Precision Instru-
ment (WPI)公司开发的一系列传感器应用较多，
以电化学法检测植物体内NO时多采用此传感器。
Yamasaki等(1999)及Yamasaki和Sakihama (2000，
2001)采用WPI公司生产的 ISO-NOP电极检测NO
量的结果表明，从玉米(Zea mays)种子中提纯到的
诱导型硝酸还原酶(iNR)和硝酸还原酶(NR)都能介
导NO的产生，而且NR介导NO产生时还受温度
影响。但此法只能用于溶液中NO的检测，且方
法选择性不强。
4 电子顺磁共振波谱法
电子顺磁共振 ( E P R )又称电子自旋共振
(ESR)，常用来检测和研究含有未成对电子的顺磁
性物质。NO 分子含有一个未成对电子，因此用
ESR波谱测定比较适合。由于NO的寿命短，需
采用自旋捕获剂将其捕获形成稳定的自由基或配合
物，常采用的自旋捕获剂有血红蛋白(Hb)、有机
化合物和亚铁配合物等。NO被捕获后生成顺磁
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性物质，在磁场作用下，未成对电子能级发生分
裂，当外加的电磁波能量与电子分裂的能级差相
等时，未成对电子即会发生跃迁，电子顺磁共振
仪上即显示出信号，其信号强度与NO含量成正
比，据此可测定 N O 量。
Mathieu等(1998)在温度77 K下用EPR检测到
大豆根瘤中存在NO，实验表明NO与豆血红蛋白
(Lb)形成的复合物 Lb-NO在幼瘤中含量最高，但
在衰老根瘤中却几乎不存在。Dordas等(2003)用
N-甲基 -D-葡萄糖胺(MGD)和硫酸亚铁(FeSO4)制
备成NO自旋捕获剂 Fe2+-(MGD)2，于室温下测定
受缺氧胁迫的紫花苜蓿(Medicago sativa)根中NO
生成量，其检测限为 0.5 µmol·L-1。Xu等(2004，
2 0 0 5 b )建立了一种用二乙基二硫代氨基甲酸
(DETC)和FeSO4捕获NO形成(DETC)2-Fe2+-NO三
元配合物，再进行 ESR扫描，于室温下直接或间
接测定植物体内NO的方法。他们以培育 6 d的小
麦(Triticum aestivum)幼苗为试材，测定其组织萃
取液中产生的NO量，以及受小麦条锈菌种CY22-
2病原体感染后不同感染时间内NO变化的结果表
明，感染 24 h后 NO量明显增加，48 h后快速
减少，96 h后又再次增加，说明NO在小麦条锈
病防御中起作用。Vanin等(2007)也以 Fe2+-(DETC)2
为捕获剂测定菠菜叶中NO产生，结果表明，加
入还原剂连二亚硫酸钠可以明显提高NO的捕获产
率。Pagnussat等(2002)采用 EPR波谱法测定经生
长素处理的黄瓜(Cucumis sativus)根部产生NO的结
果表明，生长素处理 24 h后的NO释放量达到最
高值，NO 在黄瓜不定根形成过程中对生长素响
应有调控作用。此外，ESR波谱法还曾用于检测
拟南芥NO释放量的结果表明，受丁香假单胞菌
感染后的拟南芥能够产生 N O 以防止细菌扩散
(Modolo等 2005)。但此法存在线性范围窄和设备
昂贵等缺点。
5 荧光法
用荧光法测定NO有灵敏度高和操作简便的
特点，应用前景比较广阔。有效的荧光探针如 2,
3-二氨基萘(DAN)、4,5-二氨基荧光素(DAF-2)及
其衍生物等在测定植物 NO中经常使用。
DAN与NO2-在酸性条件下能反应生成荧光物
质 1-(H)-萘三唑，此物质在 pH>10、激发波长为
365 nm、发射波长为 450 nm条件下具有很强的
荧光效率，可用此物质间接测定NO含量。Wada
等(2002)将此法用于狭叶龙舌兰(Agave angustifolia)
的种子胚芽组织培养细胞中NO的检测，向组织
细胞液中放入 DAN，并在 25 ℃下反应 3 h后，
用高效液相色谱分析产生的荧光物，据此建立了
一种高效液相色谱——荧光测定NO的简便方法，
其检测限为 3.4 pmol·g-1 细胞。他们用此法还分
别检测了经不同培养时间和不同温度处理后的此种
植物产生的NO量，显示此种植物细胞对环境变
化是比较敏感的。
DAF-2不能直接和NO反应，而在有氧条件
下可与NO的氧化物N2O3反应后形成强荧光物质
三唑 -荧光素(DAF-2T)，此物质激发波长约为492
nm，发射波长为 515 nm。DAF-2的醋酸盐衍生
物二氨基乙酰乙酸荧光素(DAF-2DA)能够渗透进入
细胞，在细胞中经过水解后释放出游离的 DAF-
2，再与NO的氧化物反应。据此认为，DAF-2DA
可用于检测细胞中 NO，而且不与活性氧作用，
因而已在检测植物体内 N O 中得到广泛应用。
Corpas等(2004)以DAF-2DA为探针，通过共聚焦
激光扫描显微镜分析发现内源NO主要存在于豌豆
(Pisum sativum)叶子的维管组织(木质部和韧皮部)
中。另外，用荧光光谱仪还检测到豌豆叶中的过
氧化物酶体内存在NO，而且NO参与豌豆叶片衰
老的生理过程。Baudouin等(2006)采用此种荧光
探针检测了受苜蓿根瘤菌感染的蒺藜苜蓿
(Medicago truncatula)产生的 NO量。Wang等
(2006)也用此探针测定到受紫外胁迫的云南红豆杉
(Taxus yunnanensis)细胞内产生的NO量，并且产
生的NO量随着时间进程而变化，在 1.5~2 h内出
现第1次高峰，7 h后达到最高峰。Garcês等(2001)
用此探针测定到拟南芥受机械胁迫后细胞内NO量
有所增加。此外，由于 4-氨基荧光素(4-AF)不能
与 NO反应形成三唑环，其荧光强度不受 NO影
响，因此常用其醋酸盐衍生物4-AF DA作为DAF-
2的负对照(Beligni等 2002；Hu等 2005)。尽管
DAF-2DA不与活性氧作用，但此法依然存在一些
问题：如植物信号物质钙能促进荧光增强，因此
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此种荧光探针可测出植物细胞内NO的变化，但
这种荧光变化并不能反映溶液中NO的实际浓度。
此外，在烟草表皮细胞和豌豆保卫细胞中，通常
在其叶绿体中发现荧光较强，但这仅能反映DAF-
2DA在这些细胞器中的积累而已(Neill等 2003)。
3-氨基-4-甲氨基-2’-7’二氟荧光素(DAF-FM)
本身仅有的荧光很弱，但在和NO反应后生成的
苯并三氮唑衍生物，却能产生强烈的荧光，其激
发波长约为 495 nm，发射波长为 515 nm。其衍
生物DAF-FM DA是新一代用于NO定量检测的荧
光探针，能够穿过细胞膜，进入细胞后可以在细
胞内酯酶催化形成不能穿过细胞膜的DAF-FM后
再与 NO作用。与 DAF-2DA相比，此探针反应
形成的荧光产物受 pH的影响较小，pH>5.5时不
受 pH 的影响，而且产生的荧光更加稳定，检测
灵敏度更高，在相同条件下其灵敏度可以提高近
2倍，最低的检测浓度可以达到 3 nmol·L-1。目前
此探针已广泛应用于细胞内的NO检测，Krause和
Durner (2004)以DAF-FM为荧光探针，通过荧光
显微镜检测到受细菌感染的拟南芥悬浮细胞能够产
生NO，8 h后NO浓度明显增大。Bethke等(2004a)
也用此探针成功测定了大麦(Hordeum vulgare)糊粉
层中产生的 NO，并证明在酸性条件下，大麦糊
粉层细胞的原生质体中亚硝酸盐能通过非酶促还原
途径直接产生内源 NO。
尽管荧光法能够测定细胞内NO的产生和空
间分布，并有一定的灵敏度，但此法仍有一些不
足，如有些探针不能与NO直接作用，而是与NO
的氧化产物反应，因此荧光强度不仅与NO产生
量有关，还与NO的氧化产率和浓度有关，且在
缺氧条件下是不适用的(Planchet和Kaiser 2006；
Lim等 2006)。
6 其他方法
除上述方法外，近年来质谱法和光声光谱法
也常用于NO的检测。Conrath等(2004)将质谱仪
膜进样口和限制性毛细管进样口相结合建立了一种
快速、特效、非侵入式的测定各种器官组织内或
整个植物释放NO的方法。此法能够区分氮同位
素，而且能从同一样品中同时测出NO、O2以及
其他气体。Conrath等(2004)曾用该法测定了许多
植物如烟叶、豌豆、拟南芥及皱叶欧芹
(Petroselinum crispum)等器官组织中释放的NO。
Bethke等(2004a、b)研究大麦糊粉层中NO产生以
及NO对拟南芥种子和大麦粒休眠的影响时也采用
了质谱法。
光声光谱法也是一种非侵入式检测NO的方
法，此法是以光声效应为基础的一种吸收光谱分
析技术。当用稳定的并能连续可调的单色光(常用
高压氙灯或激光器作光源)照射光声池中的样品
时，激发态分子便在 8~10 s或更短的时间内通过
非辐射跃迁，将所吸收的光能转变为热能，后者
为封闭于系统内的填充气体所吸收，并将其转变
为气体分子的动能，在系统内产生周期性压力波
动，这就是所谓的光声信号，它可为灵敏的微声
器检测到，经前置放大器放大后即可用数据系统
进行处理，从而获得光声信号随光波波长改变的
曲线，即为光声光谱。光声信号强度与样品的浓
度成正比，据此可进行样品的定量分析。此法在
检测植物体内NO中显示出较高的灵敏度和重现
性。Leshem和 Pinchasov (2000)用此法检测采后
草莓(Fragaria anannasa)和鳄梨(Persea americana)
中释放的NO和乙烯含量的结果表明，未成熟果
实中NO含量高，乙烯量低，而在成熟果实中恰
好相反，其检测装置如图 1 所示。
此外，Mur等(2003)也将此法成功用于烟叶
中NO测定。此后Mur等(2005)又将此法作了改
进，从各个样品室出来的载气能通过电子阀有选
择地进入测量系统，从而实现了多个样品的快速
测定。他们用此法测定烟叶中NO产生量的结果
表明，烟叶在受到细菌感染后体内可快速产生
NO，从而诱导细胞死亡，防止病菌扩散。光声
波谱法能否真正准确地测定出目标细胞中NO的浓
度尽管还不清楚，但用此法测定的NO释放速率
是可以反映 NO的合成和反应速率的。
总之，NO作为一种信号分子，在植物体内
有许多生理作用。近年来，关于NO在植物中的
作用和信号转导机制的研究迅速增加。要准确揭
示NO在植物体内的作用机制，建立一套能够定
量测定细胞内 NO 合成和释放的方法非常重要，
而且最好能够准确可靠地测定出细胞内NO作用位
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点上的 NO 量。这就意味着不论哪种检测方法，
都应该可以直接检测 NO，而非其他分子，同时
也不能受其他分子干扰。但事实上，由于植物体
内NO含量极低和反应性强等原因，NO的检测仍
然存在一些问题，因此在研究 N O 的生理作用
时，使用不同的NO供体处理试材，运用多种方
法对同一样品进行检测，并使用NO的清除剂 2-
(4-羧基苯基)-4,4,5,5-四甲基咪唑 -1-氧 -3-氧化物
(cPTIO)作负对照都是很有必要的。此外， 要准
确检测 NO，对特异性荧光探针的合成、电化学
传感器制备以及与光纤技术的结合应用等问题也应
进一步研究。
参考文献
定天明, 陈坚, 张正行, 张奕华(2005). 生物体内一氧化氮的检测
方法及其应用. 药学进展, 29 (5): 221~226
朱树华, 周杰, 束怀瑞(2004). 植物中一氧化氮与园艺产品的成熟
和衰老. 植物生理学通讯, 40 (6): 733~740
Abas F, Lajis NH, Israf DA, Khozirah S, Umi Kalsom Y (2006).
Antioxidant and nitric oxide inhibition activities of selected
Malay traditional vegetables. Food Chem, 95 (4): 566~573
Anderson LS, Mansfield TA (1979). The effects of nitric oxide
pollution on the growth of tomato. Environ Pollut, 20 (2):
113~121
Baudouin E, Pieuchot L, Engler G, Pauly N, Puppo A (2006).
Nitric oxide is formed in Medicago truncatula-Sinorhizobium
meliloti functional nodules. Mol Plant Microbe Interact, 19
(9): 970~975
Beligni MV, Lamattina L (2000). Nitric oxide stimulates seed
germination and de-etiola tion, and inhibits hypocotyl
elongation, three light-inducible responses in plants. Planta,
210 (2): 215~221
Beligni MV, Fath A, Bethke PC, Lamattina L, Jones RL (2002).
Nitric oxide acts as an antioxidant and delays programmed
cell death in barley aleurone layers. Plant Physiol, 129 (4):
1642~1650
Beligni MV, Lamattina L (2002). Nitric oxide interferes with
plant photo-oxidative stress by detoxifying reactive oxygen
species. Plant Cell Environ, 25 (6): 737~748
Bethke PC, Badger MR, Jones RL (2004a). Apoplastic synthesis
of nitric oxide by plant tissues. Plant Cell, 16 (2): 332~341
Bethke PC, Gubler F, Jacobsen JV, Jones RL (2004b). Dormancy
of Arabidopsis seeds and barley grains can be broken by nitric
oxide. Planta, 219 (5): 847~855
Clarke A, Desikan R, Hurst RD, Hancock JT, Neill SJ (2000). NO
way back: nitr ic oxide and programmed cell death in
Arabidopsis thaliana suspension cultures. Plant J, 24 (5):
667~677
Conrath U, Amoroso G, Köhle H, Sültemeyer DF (2004). Non-
invasive online detection of nitric oxide from plants and
some other organisms by mass spectrometry. Plant J, 38
(6): 1015~1022
Corpas FJ, Barroso JB, Carreras A, Quirós M, León AM, Romero-
Puertas MC, Esteban FJ, Valderrama R, Palma JM, Sandalio
LM et al (2004). Cellular and subcellular localization of en-
dogenous nitric oxide in young and senescent pea plants.
Plant Physiol, 136 (1): 2722~2733
Corpas FJ, Barroso JB, Carreras A, Valderrama R, Palma JM,
León AM, Sandalio LM, del Río LA (2006). Constitutive
arginine-dependent nitric oxide synthase activity in differ-
ent organs of pea seedlings during plant development. Planta,
图 1 气体光声光谱仪示意图(Leshem和 Pinchasov 2000)
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月926
224 (2):246~254
Delledonne M, Xia Y, Dixon RA, Lamb C (1998). Nitric oxide
functions as a signal in plant disease resistance. Nature, 394
(6693): 585~588
Dordas C, Hasinoff BB, Igamberdiev AU, Manac’h N, Rivoal J,
Hill RD (2003). Expression of a stress-induced hemoglobin
affects NO levels produced by alfalfa root cultures under
hypoxic stress. Plant J, 35 (6): 763~770
Durner J, Klessig DF (1999). Nitric oxide as a signal in plants.
Curr Opin Plant Biol, 2 (5): 369~374
Durner J, Wendehenne D, Klessig DF (1998). Defense gene in-
duction in tobacco by nitric oxide, cyclic GMP, and cyclic
ADP-ribose. Proc Natl Acad Sci USA, 95 (17): 10328~10333
Floryszak-Wieczorek J, Milczarek G, Arasimowicz M, Ciszewski
A (2006). Do nitric oxide donors mimic endogenous NO-
related response in plants? Planta, 224 (6): 1363~1372
Garcês H, Durzan D, Pedroso MC (2001). Mechanical stress elicits
nitric oxide formation and DNA fragmentation in Arabidopsis
thaliana . Ann Bot, 87 (5): 567~574
Gouvêa CMCP, Souza JF, Magalhăes ACN, Martins IS (1997). NO·-
releasing substances that induce growth elongation in maize
root segments. Plant Growth Regul, 21 (3): 183~187
Hu X, Neill SJ, Tang Z, Cai W (2005). Nitric oxide mediates
gravitropic bending in soybean roots. Plant Physiol, 137
(2): 663~670
Klepper L (1979). Nitric oxide (NO) and nitrogen dioxide (NO2)
emissions from herbicide-treated soybean plants. Atmos
Environ, 13 (4): 537~542
Kojima H, Kikuchi K, Hirobe M, Nagano T (1997). Real-time
measurement of nitric oxide production in rat brain by the
combination of luminol -H2O2 chemilu minescence and
microdialysis. Neurosci Lett, 233 (2~3): 157~159
Koshland DE Jr (1992). The molecule of the year. Science, 258
(5090): 1861
Krause M, Durner J (2004). Harpin inactivates mitochondria in
Arabidopsis suspension cells. Mol Plant Microbe Interact, 17
(2): 131~139
Leshem YY, Pinchasov Y (2000). Non-invasive photoacoustic
spectroscopic determination of relative endogenous nitric
oxide and ethylene content stoichiometry during the ripen-
ing of strawberries Fragaria anannasa (Duch.) and avocados
Persea americana (Mill.). J Exp Bot, 51 (349): 1471~1473
Lim MH, Xu D, Lippard SJ (2006). Visualization of nitric oxide in
living cells by a copper-based fluorescent probe. Nat Chem
Biol, 2 (7): 375~380
Mathieu C, Moreau S, Frendo P, Puppo A, Davies MJ (1998).
Direct detection of radicals in intact soybean nodules: pres-
ence of nitric oxide-leghemoglobin complexes. Free Radic
Biol Med, 24 (7~8): 1242~1249
Modolo LV, Augusto O, Almeida IMG, Magalhaes JR, Salgado I
(2005). Nitrite as the major source of nitric oxide produc-
tion by Arabidopsis thaliana in response to Pseudomonas
syringae. FEBS Lett, 579 (17): 3814~3820
Mur LAJ, Santosa IE, Laarhoven L-JJ, Harren F, Smith AR (2003).
A new partner in the danse macabre: the role of nitric oxide
in the hypersensitive response. Bulg J Plant Physiol, (Special
issue): 110~123
Mur LA, Santosa IE, Laarhoven LJ, Holton NJ, Harren FJ, Smith
AR (2005). Laser photoacoustic detection allows in planta
detection of nitric oxide in tobacco following challenge with
avirulent and viru lent Pseudomonas syringae pathovars.
Plant Physiol, 138 (3): 1247~1258
Neill SJ, Desikan R, Hancock JT (2003). Nitric oxide signalling in
plants. New Phytol, 159 (1): 11~35
Orozco-Cárdenas ML, Ryan CA (2002). Nitric oxide negatively
modulates wound signaling in tomato plants. Plant Physiol,
130 (1): 487~493
Pagnussat GC, Simontacchi M, Puntarulo S, Lamattina L (2002).
Nitric oxide is required for root organogenesis. Plant Physiol,
129 (3): 954~956
Planchet E, Gupta KJ, Sonoda M, Kaiser WM (2005). Nitric
oxide emission from tobacco leaves and cell suspensions:
rate limiting factors and evidence for the involvement of
mitochondrial electron transport. Plant J, 41 (5): 732~743
Planchet E, Kaiser WM (2006). Nitric oxide (NO) detection by
DAF fluorescence and chemiluminescence: a comparison
using abiotic and biotic NO sources. J Exp Bot, 57 (12):
3043~3055
Rockel P, Strube F, Rockel A, Wildt J, Kaiser WM (2002). Regu-
lation of nitric oxide (NO) by plant nitrate reductase in vivo
and in vitro. J Exp Bot, 53 (366): 103~110
Sarath G, Bethke PC, Jones R, Baird LM, Hou G, Mitchell RB
(2006). Nitric oxide accelerates seed germination in warm-
season grasses. Planta, 223 (6): 1154~1164
Shi S, Wang G, Wang Y, Zhang L, Zhang L (2005). Protective
effect of nitric oxide against oxidative stress under ultravio-
let-B radiation. Nitric Oxide, 13 (1): 1~9
Sokolovski S, Hills A, Gay R, Garcia-Mata C, Lamattina L, Blatt
MR (2005). Protein phosphorylation is a prerequisite for
intracellular Ca2+ release and ion channel control by nitric
oxide and abscisic acid in guard cells. Plant J, 43 (4): 520~529
Tsukada Y, Yasutake M, Jia D, Kusama Y, Kishida H, Takano T,
Tsukada S (2003). Real-time measurement of nitric oxide by
luminol-hydrogen peroxide reaction in crystalloid perfused
rat heart. Life Sci, 72 (9): 989~1000
Vanin AF, Bevers LM, Mikoyan VD, Poltorakov AP, Kubrina
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月 927
LN, van Faassen E (2007). Reduction enhances yields of nitric
oxide trapping by iron–diethyldithiocarbamate complex in
biological systems. Nitric Oxide, 16 (1): 71~81
Wada M, Morinaka C, Ikenaga T, Kuroda N, Nakashima K (2002).
A simple HPLC-fluorescence detection of nitric oxide in
cultivated plant cells by in situ derivatization with 2,3-
diaminonaphthalene. Anal Sci, 18 (6): 631~634
Wang JW, Zheng LP, Wu JY, Tan RX (2006). Involvement of
nitric oxide in oxidative burst, phenylalanine ammonia-lyase
activation and Taxol production induced by low-energy ul-
trasound in Taxus yunnanensis cell suspension cultures. Ni-
tric Oxide, 15 (4): 351~358
Xu MJ, Dong JF, Zhu MY (2005a). Nitric oxide mediates the fungal
eli ci tor-indu ced hypericin production of H yp er icu m
perforatum cell suspension cultures through a jasmonic-acid-
dependent signal pathway. Plant Physiol, 139 (2): 991~998
Xu YC, Cao YL, Guo P, Tao Y, Zhao BL (2004). Detection of
ni t r i c oxide in p la nt s by e lec t ron spin r eson a nce.
Phytopathol, 94 (4): 402~407
Xu YC, Cao YL, Tao Y, Zhao BL (2005b). The ESR method to
determine nitric oxide in plant. Methods Enzymol, 396:
84~92
Yamasaki H, Sakihama Y (2000). Simultaneous production of
nitric oxide and peroxynitrite by plant nitrate reductase: in
vitro evidence for the NR-dependent formation of active
nitrogen species. FEBS Lett, 468 (1): 89~92
Yamasaki H, Sakihama Y (2001). Nitrate reductase as a producer
of nitr ic oxide in plants: temperature-dependence of the
en zym a t ic a ct iv e n i t r oge n for ma t io n. In : P S2 0 0 1
Proceedings: 12th International Congress on Photosynthesis.
Australia: CSIRO Publ, S21-003
Yamasaki H, Sakihama Y, Takahashi S (1999). An alternative
pathway for nitric oxide production in plants: new features
of an old enzyme.Trends Plant Sci, 4 (4): 128~129
Yao D, Vlessidis AG, Evmiridis NP, Evangelou A, Karkabounas S,
Tsampalas S (2002). Luminol chemiluminescense reaction:
a new method for monitoring nitric oxide in vivo. Anal Chim
Acta, 458 (2): 281~289
Zhao Z, Chen G, Zhang C (2001). Interaction between reactive
oxygen species and nitric oxide in drought-induced abscisic
acid synthesis in root tips of wheat seedlings. Aust J Plant
Physiol, 28 (10): 1055~1061
Zhu SH, Liu MC, Zhou J (2006). Inhibition by nitric oxide of
ethylene biosynthesis and lipoxygenase activity in peach
fruit during storage. Postharvest Biol Technol, 42 (1): 41~48
Zhu SH, Zhou J (2007). Effect of nitric oxide on ethylene pro-
duction in strawberry fruit during storage. Food Chem, 100
(4): 1517~1522