全 文 ：植物生理学通讯 第 44卷 第 4期，2008年 8月 621
细胞周期因子与植物根系发育
吴娇娇, 张谦, 刘士平, 寿惠霞 *
浙江大学生命科学学院植物生理学与生物化学国家重点实验室, 杭州 310058
Cell Cycle Factors and Plant Root Development
WU Jiao-Jiao, ZHANG Qian, LIU Shi-Ping, SHOU Hui-Xia*
State Key Laboratory of Plant Physiology and Biochemistry, College of Life Sciences, Zhejiang University, Hangzhou 310058,
China
提要: 植物根系的发育是一个非常复杂且被精确调控的过程, 受到多种信号的调控, 其中对细胞分裂水平调控的研究已经
成为细胞生物学研究的热点之一。文章介绍了植物细胞周期因子和植物根系发育相关的细胞周期调控机制以及根系细胞
周期激素调节的研究进展。
关键词: 细胞周期; 根系发育; 植物激素
收稿 2008-03-05 修定 2008-05-29
* 通讯作者(E-ma i l : hu ixia @ zju .e du .c n; T e l : 0 5 7 1 -
8 8 2 0 6 1 4 6 )。
高等植物通过根系从土壤中吸收水分和矿质
营养。根据发生部位不同 , 植物的根有主根
(pr imary root )、侧根( la ter al root )和不定根
(adventitious root)之分。根尖由下而上依次为根
冠、分生区、伸长区和根毛区, 成熟根由外到内
依次为表皮(epidermis)、皮层(cortex)、内皮层
(endodermis)、中柱鞘(pericycle)以及由中柱鞘包
围的维管组织(vascular tissue)。主根由胚根发育
而来, 其顶端分生组织的干细胞不断分裂分化而形
成主根。侧根的形态建成可以划分为原基发生的
启动、原基的形成及侧根的形成。原基的启动指
母根适当位置的干细胞开始活化并启动原基的发
生, 之后经历一系列的细胞分裂和分化过程形成原
基, 原基发育到一定阶段后分化出原始分生组织并
突破表皮。分生组织在一些因子的作用下活化, 最
终发育成侧根。不定根的发育过程和侧根的发育
在某种程度上有很大相似性, 但在原基发生的启动
阶段因干细胞的差异而有所不同。
根系成熟组织来源于 4 种干细胞( fou nde r
cells): 顶端根冠干细胞(columella root cap initial)、
中柱鞘和维管束干细胞(pericycle and vascular tis-
sue initial)、表皮和侧根冠干细胞(epidermis and
lateral root cap initial)以及皮层和内皮层干细胞
(cortex and endodermis initial) (Dolan等 1993)。另
外, 根顶端分生组织(root apical meristem, RAM)中
心有一群有丝分裂不活跃的细胞, 称为静止中心
(quiescent center, QC), 它们可维持周围干细胞的
身份。
植物根系生长发育离不开细胞的分裂与分化,
无论是根原基的起始与分裂, 还是分生组织的形成
和活化, 都涉及到细胞周期(cell cycle)中的细胞分
裂(cell division)和细胞生长(cell growth)两个交替
循环的过程。这些过程由高度保守的细胞周期蛋
白(cyclin, CYC)和细胞周期蛋白依赖性激酶(cyclin-
dependent kinase, CDK)组成的复合体调控, 同时也
受 CDK抑制剂(cyclin-dependent kinase inhibitor,
CKI)、CDK激活激酶(CDK activating kinase, CAK)
等调控因子以及多种激素的调节。深入了解这些
细胞周期调控因子在植物根系发育中的作用, 不仅
有助于阐明根系发育的分子机制, 还可以指导农业
生产实践。
1 植物细胞周期调控基本机制
细胞周期包括有丝分裂期( M )、胞质分裂
期、有丝分裂后间期(G1)、DNA合成期(S)和合
成后间期(G2) 5个过程, 在真核生物中高度保守。
细胞增殖过程涉及一系列蛋白质的磷酸化,
CDK是其主要执行者。周期性表达的CYC是CDK
的调控亚基, 不同类型的CYC顺次与CDK相结合,
进而驱动细胞周期的进行(图 1)。在 G1期, A型
CDK (CDKA)与D型CYC (CYCD)结合, 形成复合
体。CYCD表达受多种生长调节因子如细胞分裂
素、油菜素内酯、赤霉素等的调节。无活性的
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CDKA/CYCD复合体由CAK途径磷酸化而激活, 这
条途径包括CDKF及CDKD/CYCH复合体。CDK/
CYCD复合体的活性也受Kip相关蛋白(Kip-related
proteins, KRPs)抑制, 而KRPs蛋白受生长素负调
控。活化的复合体通过磷酸化作用一方面起始降
解转录抑制因子E2Fc/DP/RBR, 另一方面解除视网
膜瘤蛋白相关蛋白(retinoblastoma protein-related,
RBR) 1和2对E2Fa-b/DP的抑制效应, 进而释放转
录因子 E2Fa-b/DP复合体(Inzé 和 De Veylder
2006)。E2F/DPs能促进 S期特异基因的表达, 如
CDC6。S-CDK与Dbf4-cdc7激酶是 S期的 2种主
要 S e r - T h r 蛋白激酶 , 可激活复制前复合体
(prereplication complex), 进而促使细胞进入 S期。
植物 S 期功能基因与动物表达时序不同 , 如
AtCDC6在S期的早期而不是G1期表达, 但目前有
关它们的研究鲜有报道。G2期间, CDKA和CDKB
结合 CYCA、B和D, 激发细胞分裂, 但其激活作
用受 ICK1/2蛋白或WEE1激酶的负调控(Francis
2007)。最新的G2/M期转换模型认为, CDKB磷酸
化 ICK2/KRP2, 使其完成CDKA的去磷酸化, 进而
促使细胞进入有丝分裂(Boudolf等 2006)。B型
CDK为植物特有的激酶, 在G2/M期大量表达, 可
能参与 G2/M期调控。
CDK只有与CYC结合后才有激酶活性。CYC
不但决定CDK/CYC复合体的底物特异性, 还参与
细胞周期中将CDK导向特定的细胞区室, 因此CYC
的表达受到精细调控。大部分CYC启动子区域都
含有该基因的表达信息, 如在G1/S期表达的基因的
启动子区域有E2F结合位点, 而受生长素调控的基
因一般都含有 1个或多个生长素响应元件(auxin
responsive element, ARE)。大部分 CYC都有一个
100个氨基酸残基的周期蛋白框(cyclin box)和一个
破坏框(destruction box), 前者是结合 CDK必需的,
后者可被泛素化而快速降解。一旦CDK与调控亚
基CYC结合, CDK激活激酶(CAK)就会通过磷酸化
CDK的一个保守的氨基酸残基(Thr160)而使其活
化。磷酸化的CDK的N端丝氨酸和酪氨酸可受到
抑制性磷酸化作用, 或与CKI结合而受到可逆的抑
制(Francis 2007)。
迄今, 植物CYC与CDK蛋白的数量还没有定
论。全基因组注释信息和系统进化分析的结果显
示, CYC和 CDK的结构在真核生物中是相对保守
的。拟南芥至少含有 10 类(A、B、C、D、H、
L、T、U、SDS和 J18) 50个细胞周期蛋白和 8
图 1 植物细胞周期机制(Inzé和De Veylder 2006)
细胞周期的推进依赖于特定类型的 CYC与 CDK的结合而形成复合体, CDKA/CYCD是 G1期的重要复合体, 该复合体可以磷酸
化 RBR蛋白, 进而释放 E2Fa/b/DP转录因子, 促进 S期基因的表达, 完成G1/S期的转换。G2期的关键复合体是 CDKA/B/CYC, CYC
包括了 A、B 和 D 型 CYC。该复合体可以激活有丝分裂, 之后 CYC 经末期促进复合体 APC 被降解。最初形成的复合体没有活性,
需要由 CDKF-CDKD/CYCH 组成的 CAK途径来激活, 同时也受到 KRPs的负调控。cdc25 参与激活 G2期复合体。
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类( CD K A~G、C DK LIKE ) 29 个 C D K 蛋白
(Vandepoele等2002; Menges等2005; Guo等2007);
单子叶模式植物水稻至少含有 9类 49个CYC和 8
类 25个 CDK蛋白(Guo等 2007)。这些细胞周期
基因主要在快速分裂的分生组织中大量表达。
2 影响根系发育的细胞周期因子
近年来植物根系发育的分子研究取得许多突
破性进展, 尤其是在双子叶植物拟南芥(Arabidopsis
thaliana)中。因为拟南芥作为模式植物一方面是
其生物学背景比较清楚; 另一方面, 其根系组成比
较简单, 只有主根和侧根, 根系的胚胎发育过程也
比较清楚(Dolan等 1993)。单子叶模式植物水稻
(Oryza sativa L.)和玉米(Zea mays L.)因其重要的经
济和社会价值, 近年来也有较多研究。
2.1 影响主根和侧根发育的细胞周期因子 主根由
种子植物中的胚根发育而来, 包括表皮、皮层、
内皮层、中柱鞘以及被中柱鞘包围的维管组织。
从细胞水平来说, 最初胚根中所有细胞均处于 G1
期, 随着种子的萌发, 干细胞经历不同的细胞分裂
过程, 产生包括中柱鞘在内的不同的细胞列, 并导
致主根的伸长(Jager等 2005)。侧根的顶端分生组
织在结构和生化变化上与主根相似。
侧根的形成包括干细胞细胞分裂进程的激活
和新分生组织的建立(Malamy和Benfey 1997)二个
过程。大部分物种的侧根干细胞均为木质部顶端
的中柱鞘细胞(De Smet等 2006), 这些细胞受生长
素等因子诱导后得到激活, 进入细胞分裂进程。但
只有少数木质部顶端的中柱鞘细胞能参与侧根的形
成, 这些能形成侧根的细胞即为干细胞。另外, 一
些植物中的内皮层和皮层细胞也能行使干细胞的功
能而参与侧根原基的形成(Bell和McCully 1970)。
干细胞在激素信号的作用下进入细胞分裂周期, 先
进行垂周分裂, 形成一个含有8~10个短细胞的细胞
层, 随后这层细胞进行平周分裂, 发育成含有若干
个短细胞的细胞团, 此细胞团称为侧根原基。原基
突破根表之后, 侧根的顶端分生组织被活化, 随即
开始细胞分裂与分化, 最后形成侧根。
Beeckman等(2001)和Casimiro等(2003)曾先后
提出拟南芥侧根起始过程中细胞周期作用机制的模
型。该模型认为, 整个胚根均由G1期细胞组成, 随
着分生组织细胞的不断分裂, 根持续伸长, 原生木
质部顶端中柱鞘细胞逐渐远离分生组织。中柱鞘
细胞离开分生组织区域后, 并不分化, 而是仍然维
持有丝分裂状态。不同位置的中柱鞘细胞具有不
同的细胞周期特性, 大部分中柱鞘细胞处于G1期,
原生木质部顶端的少量中柱鞘细胞则通过S期, 停
滞在G2期。这些G2期细胞具有起始并发育成侧根
的潜力, 当它们被重新激活后, 便进行横向分裂不
均等(asymmetric)分裂, 产生分生组织, 并成为侧根
原基(Jager等 2005), 但具体机制仍不清楚。
从上面的模型可以看出 , G 1 / S 期关节点
(checkpoint)是侧根干细胞选择的关键, G2/M期关
节点是侧根起始的关键。参与G1/S期和G2/M期
转换的细胞周期调控因子在此过程中发挥重要作
用。对玉米无原基引起的根缺失突变体 r u m 1
(rootless with undetectable meristems)的转录组分析
(Woll等2005)进一步证实了这种推测。目前, 研究
较为深入的细胞周期因子有 3类, 即A型CDK、B
型和D型CYC。在侧根起始过程中, A型 CDK在
中柱鞘细胞中高效表达, 因而维持有丝分裂状态
(Beeckman等2001), 表明它们与侧根干细胞细胞周
期的激活紧密相关。而D型细胞周期蛋白是A型
CDK的调控亚基, 它能结合A型CDK, 并激活其活
性。D型周期因子是细胞周期转变的关键因子, 在
Gl期向S期过渡中起决定性作用, 同时它还参与G2/
M期转换(Menges等 2006) , 因此它也受多种生长
调节因子如细胞分裂素和赤霉素等的调控。
CYCD4;1在侧根原基的启动过程中大量表达, 表明
侧根原基的启动早于细胞分裂的开始(De Veylder等
1999)。过量表达CYCD3;1基因可启动独根突变体
slr (solitary root) 1中柱鞘静止细胞的重新分裂
(Vanneste等 2005a)。CYCB1;1为G2期特异蛋白,
侧根起始时在中柱鞘细胞中表达。组成型表达
CYCB1;1基因可促进侧根伸长, 但侧根数目并未增
加, 表明CYCB1;1不是侧根起始的原因, 而是其结
果(Doerner等 1996)。近来的研究还发现, RBR-
E2F系统也参与调控侧根起始过程中干细胞G1/S
的转换。R B R 可调控根部干细胞的分化
(Wildwater等 2005)。E2Fc是 E2F/DPs转录因子
家族的一员, 可抑制中柱鞘细胞的细胞分裂。降低
野生型植株 E2Fc的转录水平可使侧根增多 40%
(del Pozo等 2006), 说明G1/S期调控基因严格控制
侧根发育。
虽然细胞周期因子在侧根的发育中发挥很大
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作用, 但由于细胞周期蛋白存在着潜在的冗余性, 所
以某一特异CYC的活性对侧根形成和发育影响并
不大, 而是要以CDK复合体的形式来调节细胞周期
的进行。中柱鞘细胞中的KRP2并不调控单一的
CYC或CDK, 而是调控CYC/CDK复合体, 就暗示
这种整体调节模式(Jager等 2005)。
2.2 影响不定根发育的细胞周期因子 由于拟南芥
为直根系植物, 其在正常生长条件下不产生不定根,
因而直接通过该模式植物研究不定根发生的分子调
控机制受到一定限制, 因此不定根的研究主要集中
在水稻等单子叶须根系植物上。
不定根和侧根的发育在某种程度上有很大的
相似性。在不定根原基形成和不定根原基突破表
皮形成不定根的阶段, 其解剖结构和化学变化基本
相同。只是在原基启动阶段, 不定根与侧根的发生
存在较大差异。在细胞周期水平上表现为G1/S期
调控的差异。在水稻中, 细胞周期调控基因参与水
稻不定根细胞分裂 (Lorbiecke和 Sauter 1998)的起
始。水稻幼苗以淹水处理时, 其不定根原基的顶端
分生组织细胞很快被激活, 4~6 h后根茎结合部G1
期细胞进入 S期DNA复制, 接着进入G2期, 开始
细胞有丝分裂。同时, 胁迫处理还能迅速诱导大部
分调控细胞周期相关蛋白及其激酶的表达, 如CAK
的同源蛋白 R2、Cdc2Os-1和 Cdc2Os-2等。其
中 cdc2Os-2为G1期特异表达基因, 负责G1/S期转
换。R2为 CAK激酶, 可磷酸化G1期特异表达的
细胞周期蛋白激酶, 并激活这些酶的活性, 进而开
始 S期DNA复制, 激活最初分生组织。
我们实验室对水稻不定根缺失突变体
(adventitious rootless1, arl1)分析发现, ARL1基因
的突变能严重影响不定根原基的正常分裂, 并导致
不定根缺失, 表明 ARL1基因为不定根形成不可或
缺的基因(Liu等 2005)。进一步研究发现, 控制G1
至S期转变的许多基因在突变体中柱鞘细胞中的表
达均显著下调(于杰2007), 这说明细胞周期G1/S期
调控在水稻不定根发育中起重要作用。
3 根系细胞周期的激素调节
植物根的发育与激素调节紧密相关。近年来,
人们对细胞周期调节因子的研究也主要是围绕植物
激素进行的。激素可能是整合细胞周期与根系发
育的关键因子。作为植物五大类激素的生长素
(auxin)、细胞分裂素(cytokinin, CTK)、乙烯
(ethylene, ETH)、赤霉素(gibbberellin, GA)和脱落
酸(abscisic acid, ABA), 它们单独或与其他激素
相互作用而将细胞周期整合到根系的发生发育
过程中。其他一些生长调节因子如油菜素内酯
(brassinosteroids, BRs)和一氧化氮(nitric oxide, NO)
也参与根细胞周期进程的调控(图 2)。
图 2 根系发育相关细胞周期进程的激素调控
(del Pozo等 2005)
细胞周期进程主要由 CYC/CDK复合体来推进, G1/S期的激
酶是 CYCD/CDKA, G2/M期由 CYC/CDKA/B调控。多种生长调
节剂直接调控 CDK激活因子和抑制因子, 控制细胞周期的不同
进程, 进而影响侧根和不定根的发育。生长素(auxin)和细胞分
裂素(CT K)都可以同时控制 G1/S 和 G2/M, 脱落酸(ABA)诱导
KRPs表达而负调控 G1/S, 乙烯(ETH)通过GA控制 S期进程, 油
菜素内酯(BRs)诱导 CYCD3表达促进G1/S期进程, 一氧化氮(NO)
促进 CYCD的表达, 并抑制 KRP的积累, 促进 G1/S期转换。各
种激素之间存在着复杂的相互作用, BRs与生长素之间有很多共
同的基因, ETH可以调控生长素的合成和转运, 生长素又可促进
NO的含量(图中未画出)。 CYC: 细胞周期蛋白; CDK: 细胞周
期蛋白依赖性激酶; KRPs: Kip 相关蛋白。
3.1 生长素的作用 生长素是高等植物侧根与不定
根发育的主要调控激素, 被认为是细胞分裂的刺激
因子, 它不仅参与干细胞的选择, 还调控干细胞的
分裂(Casimiro等 2003), 并诱导主根中柱鞘细胞与
根茎结合部的原生木质部外层的软组织静止细胞进
入最初的细胞分裂周期。侧根与不定根原基一旦
形成, 后期的生长发育就不再受生长素的调控(De
Klerk 等 1995)。虽然 IAA信号转导与细胞分裂周
期的研究都取得了很大的进展, 但两者之间的关联
机制仍不清楚。
前期在拟南芥独根突变体 slr (solitary root) 1
中发现, slr1基因的突变能抑制生长素信号转导, 阻
碍一些控制细胞周期基因的表达, 以致侧根不能正
常发生。外源生长素能诱导 slr1突变体过量表达
蛋白激酶CYCD3;1或E2Fa/DPa基因, 进而启动突
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变体中柱鞘静止细胞的重新分裂, 但侧根数目仍然
较少。进一步的研究表明, CYCA2;4与 CDKB2;1
等控制细胞周期基因的启动子区域, 含有 1个或多
个生长素响应元件(auxin responsive element, ARE),
且生长素信号转导是通过 SLR/IAA14蛋白泛素降
解系统而实现的(Vanneste等2005b), IAA14是 IAA
信号转导的负调控因子。因此推测, 依赖 AUX/
IAA-ARF的生长素代谢途径可能在此过程中发挥
作用, 因此研究IAA14调节基因或相互作用蛋白对
解析侧根的发生机制很有意义。据此, De Smet等
(2007)提出了侧根原基发生受生长素信号调控的模
型: 这一模型认为由生长素输入转运体AUX1, 通过
侧根冠将IAA转运至基部分生组织(basal meristem,
分生组织与伸长区之间的转换层), 继而生长素转运
体PIN再将IAA运送至与原木质部接触的中柱鞘干
细胞中, 诱导停留在 G 1 期的高感区( z o ne o f
competence)的中柱鞘干细胞重新进入S期以及G2/
M期的细胞分裂过程。干细胞在侧根原基发育过
程中受AUX/IAA系列如IAA14/SLR介导的生长素
信号调控。
与侧根发育相似, 水稻不定根原基起始于根茎
结合部与原生木质部相邻的特定中柱鞘细胞。
Inukai等(2005)与Liu等(2005)指出水稻不定根原基
的起始受生长素信号的调控。调控水稻不定根发
生的基因 ARL1 (CRL1)属于 LBD基因家族的一员,
直接受生长素响应因子(auxin response factor, ARF)
1转录激活因子的调控。外源 IAA能诱导野生型
植株ARL1基因的表达, 但并不能促使不定根缺失
突变体 arl1产生不定根原基。至于 ARL1 (CRL1)
基因在受生长素信号转导后如何调控水稻不定根原
基发生的分子机制, 还有待进一步研究。
生长素参与调控细胞周期的各个阶段从而控
制根系的发生和发育。木质部顶端中柱鞘细胞的
CDKA1;1 (Beeckman等 2001)与植物中特异的
CDKB1;1的表达受生长素诱导(Himanen等 2002;
Richard等 2002)。因此推测在侧根起始过程中, 生
长素可能直接激活 CDKA1;1并促进G2/M期转换,
结果产生第一次垂周分裂。
虽然生长素直接调控A、B型CDK的证据还
不明确, 但有研究证实, 生长素可调节细胞周期亚
调控元件的表达。在拟南芥悬浮细胞体系中 ,
CYCD的表达水平受外源生长素调节(Richard等
2002)。在苜蓿侧根原基发育起始与伸长过程中,
CYCA2;2基因表达受生长素诱导上调, 而在核内复
制(endoreplication)细胞中则呈下调趋势(Roudier等
2003)。细胞周期蛋白 CYCA2参与细胞有丝分裂,
但不参与细胞核内复制以及细胞分化, 在胚后发育
阶段受诱导表达, 参与根尖分生区的形成(del Pozo
等 2005)。G1/S期负调控因子KRPs的表达也受生
长素调控。Himanen等(2002)研究侧根早期发育过
程中细胞周期因子的转录调控时发现, 受生长素调
节的KRPs在中柱鞘细胞中发挥作用。根尖生长素
可通过26S蛋白酶体途径降解KPR2, 而KPR2是包
括CYCD2/CDKA和CYCD2/CDKB在内的CDK复
合体的抑制因子。
参与生长素信号转导的另一可能元件是植物
异源三聚体G蛋白(heterotrimeric G protein alpha
subunit, GPA)。迄今, 在拟南芥中已发现 1个 α
(GPA1)、1个 β (AGB1)和 2个 γ (AGG1与AGG2)
蛋白。在拟南芥生长素侧根诱导系统中, 外源生长
素处理 2 h可显著诱导GPA1基因的表达(Himanen
等 2004)。产生的GPA1蛋白可明显缩短细胞周期
G1/S期转化过程, 进而加速细胞分裂。GPA1蛋白
的激活需要从异源三聚体G蛋白中解离G 蛋白 β
亚基, 而 G 蛋白 β亚基又通过激活丝裂蛋白激酶
MAPK的代谢途径调控细胞分裂。在 gpa1突变体
中, 可能是G蛋白β亚基抑制了MAPK的正常代谢
途径, 因而使细胞分裂受影响。增强表达GPA1基
因可以促进拟南芥分生区细胞的分裂, 促进上胚轴
处侧根原基的起始, 并使其对外源生长素超敏感
(Ullah等 2001)。因此现在认为, GPA1可能是联系
植物发育过程中生长素信号转导与细胞分裂的另一
关键因子。
生长素信号调控根原基发生过程中还涉及
NAC基因家族。NAC转录因子家族在植物的生长
发育中发挥作用。有研究表明, 转录因子NAC1介
导了生长素对侧根的调控。受生长素诱导的
NAC1可以激活 2个生长素下游响应基因DBP和
AIR3的表达, 进而促进侧根的起始(Xie等 2000)。
但是外源生长素处理后, NAC1的表达显著下降。
进一步研究证明, 受生长素诱导的泛素连接酶
SINAT5通过泛素化降解NAC1, 进而阻断了中柱鞘
细胞中的生长素信号转导(Xie等 2002)。但NAC
是否直接参与细胞周期调控, 还有待进一步研究。
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3.2 细胞分裂素的作用 细胞分裂素(CTK)对植物
根系发育具有负向调控作用, 可以抑制主根伸长, 调
节侧根和不定根的发育。降低内源 CTK水平, 可
增强分生组织活性, 主根、侧根和不定根的发育和
形成都得到促进(Werner等 2003)。CTK还可通过
平衡 IAA 对侧根发育的促进作用调控根的构型
(Laplaze等 2007)。在分子水平上, CTK与细胞周
期所有阶段都有相关性(del Pozo等 2005)。
CTK对侧根的负调控并不是通过改变主根中
柱鞘干细胞的特性, 而是降低G2至M过渡期特异
表达的A、B型 CYC与 CDK基因的表达水平, 从
而抑制CYC/CDK复合体的形成, 致使细胞周期循
环停留在G2/M期实现的(Li等 2006)。施加外源
CTK, 可以抑制侧根的起始, 但能促进侧根的伸长
(Rani Debi等 2005)。其作用机制是外源的CTK激
发 G 1/ S 过渡期 C Y C D 的活性, 主要是诱导了
CYCD3;1的转录(Riou-Khamlichi 等 1999)。
CYCD3;1介导的信号通路可以被NTM (NAC with
transmembrane motif)途径所拮抗。结合在膜上的
N T M 1 属于植物特有的 N A C 转录因子家族。
NTM 1 前体经蛋白酶酶切之后释放出有活性的
NTM1, 此转录因子进入细胞核后, 可诱导 CDK抑
制因子基因 KRPs基因的表达, 进而抑制细胞周期
进程(Kim等 2006)。CTK可能通过抑制NTM1的
泛素化或阻止26S蛋白酶体的活性而提高NTM1的
稳定性。这2条途径可以保证细胞分裂的精确调控。
CTK与生长素均可调控G1/S与G2/M转换。它
们的调控需要一个转录适配蛋白PROPOZ1(PRZ1),
此蛋白主要在根尖分生区和侧根发育过程中发挥作
用。PRZ1可以调控细胞周期相关基因的表达, 进
而介导植物激素信号对细胞增殖的控制。野生型
植株的生长同时需要生长素和CTK两种植物激素,
而拟南芥 prz1突变体只需要其中一种。在不含植
物激素的培养基上生长时, 突变体的 B型和D型
CYC基因表达下调; 当prz1突变体在添加激素的培
养基上生长时, KRPs 基因表达下调, E2Fc 和
CDKB1;1显著上调 (Sieberer等 2003), 并显示出容
易进入细胞周期的特性。这表明PRZ1是负调控细
胞增殖的, 同时说明生长素与CTK的平衡对细胞周
期和植物发育的重要性。
3.3 乙烯的作用 乙烯在调控根系发育中与生长素
具有协同作用, 可能是乙烯可介导一些生长素诱导
的反应。但乙烯调控根系发育的分子机制还不清
楚。有人在黄瓜下胚轴的研究中发现乙烯很可能
通过抑制胞质分裂而抑制细胞分裂(Dan等 2003)。
拟南芥相关突变体的研究表明, 乙烯对拟南芥的根
系生长有抑制效应, 这种抑制效应又与生长素相
关。乙烯可通过促进生长素的合成和转运, 进而抑
制伸长区细胞增大(Ruzicka等 2007)。
Ortega-Martínez等(2007)研究发现, 超表达乙
烯合成基因时, 拟南芥根部静止中心细胞会加速分
裂, 但所产生的细胞仍然具有静止中心细胞的特性,
从而证明乙烯可以促进拟南芥根部干细胞的分裂,
但并不影响其特性。而生长素自身不足以诱导胚
根静止中心细胞分裂。另有人在深水水稻中观察
到乙烯对不定根突破主根表皮的过程至关重要, 内
源GA介导了该过程(Steffens等 2006)。
3.4 脱落酸与赤霉素的作用 ABA在侧根发育的不
同阶段作用不同(De Smet等 2006)。前人的研究
已经证实ABA可诱导静止中心再分裂进而调控根
部细胞发育, 从而实现对干旱逆境的应答反应。在
侧根的起始过程中, ABA可拮抗生长素的促进作
用。植物遭受缺水胁迫后, 根部ABA浓度上升, 诱
导KRP1积累(Wang等 1998), 进而抑制CDK活性,
阻滞G1/S期, 最终抑制根尖分生组织的分裂。ABA
的抑制效应非常强烈, 能抵消外源生长素的诱导作
用。另外, 外源ABA可抑制侧根原基突破表皮, 阻
断原基的激活, 并削弱原基中生长素的活性(De
Smet等 2003)。有趣的是, 水稻中的ABA促进而
不是抑制侧根的形成, 这是不是单子叶植物的共同
特点还有待证实。
赤霉素可促进细胞分裂。在淹水条件下, 赤
霉素可诱导水稻茎干节间CYCA1;1与 cdc2Os-3基
因表达水平的升高, 以适应淹水环境(del Pozo等
2005), 可以看出赤霉素在不定根起始过程中促进干
细胞G1/S期的转换。但单独的GA对不定根的促
进作用并不明显, 乙烯可显著增强不定根的起始和
生长, GA可能通过乙烯信号途径发挥作用(Steffens
等 2006)。
3.5 其他生长调节物质的作用 其他一些植物生长
调节剂, 如油菜素内酯和NO也参与了根系的发生
发育。
油菜素内酯主要促进细胞生长和增大。与生
长素类似, 低浓度的 BRs促进主根生长, 高浓度则
植物生理学通讯 第 44卷 第 4期，2008年 8月 627
抑制(Mussig等 2003)。有研究发现, 油菜素内酯
可诱导 CYCD3的表达(Himanen等 2000)。外源油
菜素内酯可促进侧根起始, 但其诱导效应受生长素
极性运输抑制剂萘基邻氨甲酰苯甲酸 ( N - 1 -
naphthylphtalamic acid, NPA)的抑制, 这表明BRs的
诱导效应需要生长素的协同作用(Bao等2004)。参
与根生长发育的众多生长素信号基因同时受生长素
和 BRs的诱导。芯片数据显示, 许多生长素响应
基因也是BRs响应基因, 这暗示生长素和BRs可能
存在着复杂的互作。
NO作为生物活性因子, 在多种植物生理过程
中以一种胞内信使的形式出现, 参与抗病抗逆等反
应(Lamattina等 2003)。NO在侧根原基处大量积
累, 暗示NO参与侧根起始调控。Correa-Aragunde
等(2006)的研究表明, 与生长素和赤霉素等类似,
NO促进侧根起始过程中细胞周期蛋白 CYCD4;1
的积累, 同时抑制 KRPs基因的表达, 从而促进G1/
S期的转换, 这进一步证实了NO在侧根起始中的
作用。NO可能参与生长素信号级联反应(Ötvös等
2005)。Pagnussat等(2002)证实 IAA通过提高NO
的浓度而促进不定根的发育。因此推测NO可能
在生长素的下游起作用, 但其分子机制还有待证
实。
4 结束语
细胞周期机制在植物发育中的作用一直存有
异议。细胞分裂是细胞再生和器官发育的基本事
件, 但细胞分裂到底是植物发育的原因还是结果却
是一个长期争论的问题。植物是如何将细胞周期
进程与根系的生长发育整合起来的, 激素信号是一
个值得考虑的角度, 因为激素可整合外部变化与内
部信号, 进而在整体水平上作出反应。虽然人们对
激素调控根系发育和细胞周期进程了解较多, 但两
者之间如何联系仍不清楚。究其原因, 主要是由于
细胞周期蛋白的冗余性和激素复杂的相互作用使得
传统的正向遗传学手段作用有限, 而侧根诱导系统
(lateral root induction system) (Himanen等 2004)极
大的促进了侧根细胞周期机制的研究。但是, 这种
研究系统在多大程度上能反应植株的整体反应仍是
一个值得注意的问题, 因为已有的结果暗示根和叶
可能存在着不同的调控模式(Inzé和 De Veylder
2006)。另外, 由于正常生长条件下拟南芥的不定
根基本不发生, 因而对不定根发生的细胞周期机制
研究较少, 现主要集中在水稻和玉米等须根系植物
上, 因此深入探讨禾本科植物不定根的发育机制, 仍
是研究的热点问题之一。
此外, 植物的细胞分裂和分化虽然密切相关, 但
两者仍是彼此独立的事件。细胞分裂活性本身不
足以引起新器官的形成(如在拟南芥独根突变体slr
中超表达CYCD不能诱导侧根的形成) (Vanneste等
2005b), 必须在细胞周期信号和分化相关基因等的
共同作用下才能导致器官的形成。所以揭开分裂
与分化之间的联系及这一机制在植物根系发育中的
作用必将成为新的研究热点。
参考文献
于杰(2007). ARL1调控水稻不定根发育的基因表达谱与蛋白表
达谱分析[学位论文]. 杭州: 浙江大学
Bao F, Shen J, Brady SR, Muday GK, Asami T, Yang Z (2004).
Brassinosteroids interact with auxin to promote lateral root
development in Arabidopsis. Plant Physiol, 134: 1624~1631
Beeckman T, Burssens S, Inzé D (2001). The peri-cell-cycle in
Arabidopsis. J Exp Bot, 52: 403~411
Bell JK, McCully ME (1970). A histological study of lateral root
initiation and development in Zea mays. Protoplasma, 10:
179~205
Boudolf V, Inzé D, De Veylder L (2006). What if higher plants lack
a CDC25 phosphatase? Trends Plant Sci, 11: 474~479
Casmiro I, Beeckman T, Graham N, Bhalerao R, Zhang H, Casero
P, Sandberg G, Bennett MJ (2003). Dissecting Arabidopsis
lateral root development. Trends Plant Sci, 8: 165~171
Correa-Aragunde N, Graziano M, Chevalier C, Lamattina L
(2006). Nitric oxide modulates the expression of cell cycle
regulatory genes during lateral root formation in tomato. J
Exp Bot, 57: 581~588
Dan H, Imaseki H, Wasteneys GO, Kazama H (2003). Ethylene
stimulates endoreduplication but inhibits cytokinesis in cu-
cumber hypocotyl epidermis. Plant Physiol, 133: 1726~1731
De Klerk GJ, Keppel M, Ter Brugge J, Meekes H (1995). Timing
of the phases in adventitious root formation in apple cuttings.
J Exp Bot, 46: 965~972
De Smet I, Signora L, Beeckman T, Inzé D, Foyer CH, Zhang H
(2003). An abscisic acid-sensitive checkpoint in lateral root
development of Arabidopsis. Plant J, 33: 543~555
De Smet I, Tetsumura T, De Rybel B, Frei Dit Frey N, Laplaze L,
Casimiro I, Swarup R, Naudts M, Vanneste S, Audenaert D et
al (2007). Auxin-dependent regulation of lateral root posi-
tioning in the basal meristem of Arabidopsis. Development,
134: 681~690
De Smet I, Zhang H, Inzé D, Beeckman T (2006). A novel role for
abscisic acid emerges from underground. Trends Plant Sci,
11: 434~439
De Veylder L, de Almeida Engler J, Burssens S, Manevski A, Lescure
B, van Montagu M, Engler G, Inzé D (1999). A new D-type
cyclin of Arabidopsis thaliana expressed during lateral root
植物生理学通讯 第 44卷 第 4期，2008年 8月628
primordia formation. Planta, 208: 453~462
del Pozo JC, Diaz-Trivino S, Cisneros N, Gutierrez C (2006). The
balance between cell division and endoreplication depends
on E2FC-DPB, transcription factor s regulated by the
ubiquitin-SCFSKP2A pathway in Arabidopsis. Plant Cell, 18:
2224~2235
del Pozo JC, Lopez-Matas MA, Ramirez-Parra E, Gutierrez C
(2005). Hormonal control of the plant cell cycle. Physiol
Plant, 123: 173~183
Doerner P, Jørgensen JE, You R, Steppuhn J, Lamb C (1996).
Control of root growth and development by cyclin expression.
Nature, 380: 520~523
Dolan L, Janmaat K, Willemsen V, Linstead P, Poethig S, Roberts
K, Scheres B (1993). Cellular organisation of the Arabidopsis
thaliana root. Development, 119: 71~84
Francis D (2007). The plant cell cycle— 15 years on. New Phytol,
174: 261~278
Guo J, Song J, Wang F, Zhang XS (2007). Genome-wide identifi-
cation and expression analysis of rice cell cycle genes. Plant
Mol Biol, 64: 349~360
Himanen K, Boucheron E, Vanneste S, de Almeida Engler J, Inzé
D, Beeckman T (2002). Auxin-mediated cell cycle activation
during early lateral root initiation. Plant Cell, 14: 2339~2351
Himanen K, Vuylsteke M, Vanneste S, Vercruysse S, Boucheron E,
Alard P, Chriqui D, Van Montagu M, Inzé D, Beeckman T
(2004). Transcript profiling of early lateral root initiation.
Proc Natl Acad Sci USA, 101: 5146~5151
Himanen K, Vuylsteke M, Vanneste S, Vercruysse S, Boucheron E,
Alard P, Hu Y, Bao F, Li J (2000). Promotive effect of
brassinosteroids on cell division involves a distinct CycD3-
induction pathway in Arabidopsis. Plant J, 24: 693~701
Inukai Y, Sakamoto T, Ueguchi-Tanaka M, Shibata Y, Gomi K,
Umemura I, Hasegawa Y, Ashikari M, Kitano H, Matsuoka
M (2005). Crown rootless1, which is essential for crown
root formation in rice, is a target of an AUXIN RESPONSE
FACTOR in auxin signaling. Plant Cell, 17: 1387~1396
Inzé D, De Veylder L (2006). Cell cycle regulation in plant
development. Annu Rev Genet, 40: 77~105
Jager SM, Maughan S, Dewitte W, Scofield S, Murray JAH (2005).
The developmental context of cell-cycle control in plants.
Seminars Cell Dev Biol, 16: 385~396
Kim YS, Kim SG, Park JE, Park HY, Lim MH, Chua NH, Park CM
(2006). A membrane-bound NAC transcription factor regu-
lates cell division in Arabidopsis. Plant Cell, 18: 3132~3144
Lamattina L, Garcia-Mata C, Graziano M, Pagnussat G (2003).
Nitric oxide: the versatility of an extensive signal molecule.
Annu Rev Plant Biol, 54: 109~136
Laplaze L, Benkova E, Casimiro I, Maes L, Vanneste S, Swarup R,
Weijers D, Calvo V, Parizot B, Herrera-Rodriguez MB et al
(2007). Cytokinins act directly on lateral root founder cells
to inhibit root initiation. Plant Cell, 19: 3889~3900
Li X, Mo X, Shou H, Wu P (2006). Cytokinin-mediated cell cycling
arrest of pericycle founder cells in lateral root initiation of
Arabidopsis. Plant Cell Physiol, 47: 1112~1123
Liu H, Wang S, Yu X, Yu J, He X, Zhang S, Shou H, Wu P (2005).
ARL1, a LOB-domain protein required for adventitious root
formation in rice. Plant J, 43: 47~56
Lorbiecke R, Sauter M (1999). Adventitious root growth and cell-
cycle induced in deepwater rice. Plant Physiol, 119:21~30
Malamy JE, Benfey PN (1997). Organization and cell differentia-
tion in lateral roots of Arabidopsis thaliana. Development,
124: 33~44
Menges M, de Jager SM, Gruissem W, Murray JA (2005). Global
analysis of the core cell cycle regulators of Arabidopsis iden-
tifies novel genes, reveals multiple and highly specific pro-
files of expression and provides a coherent model for plant
cell cycle control. Plant J, 41: 546~566
Menges M, Samland AK, Planchais S, Murray JA (2006). The D-
type cyclin CYCD3;1 is limiting for the G1-to-S-phase transi-
tion in Arabidopsis. Plant Cell, 18: 893~906
Mussig C, Shin GH, Altmann T (2003). Brassinosteroids promote
root growth in Arabidopsis. Plant Physiol, 133: 1261~1271
Ortega-Martínez O, Pernas M, Carol RJ, Dolan L (2007). Ethylene
modulates stem cell division in the Arabidopsis thaliana
root. Science, 317: 506~510
Ötvös K, Pasternak TP, Miskolczi P, Domoki M, Dorjgotov D,
Szucs A, Bottka S, Dudits D, Fehér A (2005). Nitric oxide is
required for, and promotes auxin-mediated activation of,
cell division and embryogenic cell formation but does not
influence cell cycle progression in alfalfa cell cultures. Plant
J, 43: 849~860
Pagnussat GC, Simontacchi M, Puntarulo S, Lamattina L (2002).
Nitric oxide is required for root organogenesis. Plant Physiol,
129: 954~956
Rani Debi B, Takata S, Ichii M (2005). Cytokinin inhibits lateral
root initiation but stimulates lateral root elongation in rice
(Oryza sativa). J Plant Physiol, 162: 507~515
Richard C, Lescot M, Inzé D, De Veylder L (2002). Effect of
auxin, cytokinin and sucrose on cell cycle gene expression
in Arabidopsis thaliana suspension cultures. Plant Cell Tiss
Org Cult, 69: 167~176
Riou-Khamlichi C, Huntley R, Murray JA (1999). Cytokinin
activation of Arabidopsis cell division through a D-type
cyclin. Science, 283: 1541~1544
Roudier F, Fedorova E, Lebris M, Lecomte P, Györgyey J, Vaubert
D, Horvath G, Abad P, Kondorosi A, Kondorosi E (2003). The
Medicago species A2-type cyclin is auxin regulated and
involved in meri st em format ion but d ispensa ble for
endoreduplication-associated developmental programs. Plant
Physiol, 131: 1091~1093
Ruzicka K, Ljung K, Vanneste S, Podhorska R, Beeckman T, Friml
J, Benkova E (2007). Ethylene regulates root growth through
effects on auxin biosynthesis and transport-dependent auxin
distribution. Plant Cell, 19: 2197~2212
Sieberer T, Hauser MT, Seifert GJ, Luschnig C (2003). PROPORZ1,
a putative Arabidopsis transcriptional adaptor protein, me-
diates auxin and cytokinin signals in the control of cell
proliferation. Curr Biol, 13: 837~842
Steffens B, Wang J, Sauter M (2006). Interaction between ethylene,
gibberellin and abscisic acid regulate emergence and growth
植物生理学通讯 第 44卷 第 4期，2008年 8月 629
rate of adventitious roots in deepwater rice. Planta , 223:
604~612
Ullah H, Chen JG, Young JC, Im KH, Sussman MR, Jones AM
(2001). Modulation of cell proliferation by heterotrimetic
G protein in Arabidopsis. Science, 292: 2066~2069
Vandepoele K, Raes J, De Veylder L, Rouze P, Rombauts S, Inzé
D (2002). Genome-wide analysis of core cell cycle genes in
Arabidopsis. Plant Cell, 14: 903~916
Vanneste S, De Rybel B, Beemster GTS, Ljung K, De Smet I, Van
Isterdael G, Naudts M, Iida R, Gruissem W, Tasaka M et al
(2005a). Cell cycle progression in the pericycle is not
sufficient for SOLITARY ROOT/IAA14-mediated lateral
root initiation in Arabidopsis thaliana . Plant Cell, 17:
3035~3050
Vanneste S, Maes L, De Smet I, Himanen K, Nauduts M, Inzé D,
Beeckman T (2005b). Auxin regulation of cell cycle and its
role during lateral root initiation. Plant Physiol, 123: 139~146
Wang H, Qi Q, Schorr P, Cutler AJ, Crosby WL, Fowke LC (1998).
ICK1, a cyclin-dependent protein k inase inhibitor from
Arabidopsis thaliana interacts with both Cdc2a and CycD3,
and its expression is induced by abscisic acid. Plant J, 15:
501~510
Werner T, Motyka V, Laucou V, Werner T, Motyka V, Laucou V,
Smets R, Van Onckelen H, Schmülling T (2003). Cytokinin-
deficient transgenic Arabidopsis plants show multiple devel-
opment alterations indicating opposite function of cytoki-
nins in the regulation of shoot and root meristem activity.
Plant Cell, 15: 2532~2550
Wildwater M, Campilho A, Perez-Perez JM, Heidstra R, Blilou I,
Korthout H, Chatterjee J, Mariconti L, Gruissem W, Scheres
B (2005). The RETINOBLASTOMA-RELATED gene regu-
lates stem cell maintenance in Arabidopsis roots. Cell, 123:
1337~1349
Woll K, Borsuk LA, Stransky H, Nettleton D, Schnable PS,
Hochholdinger F (2005). Isolation, characterization, and
pericycle-specific transcriptome analyses of the novel maize
la teral and seminal root initia tion mutant rum1 . Plant
Physiol, 139: 1255~1267
Xie Q, Frugis G, Colgan D, Chua NH (2000). Arabidopsis NAC1
transduces auxin signal downstream of TIR1 to promote
lateral root development. Genes Dev, 14: 3024~3026
Xie Q, Guo HS, Dallman G, Fang S, Weissman AM, Chua NH
(2002). SINAT5 promotes ubiquitin-related degradation of
NAC1 to attenuate auxin signals. Nature, 419: 167~170