全 文 ：中草药 Chinese Traditional and Herbal Drugs 第 46 卷 第 10 期 2015 年 5 月

• 1520 •
黄独微型块茎诱导形成中 SQS 基因表达的 qRT-PCR 分析
尹明华，洪森荣*，林国卫，王爱斌，柯维忠
上饶师范学院生命科学学院，江西 上饶 334001
摘 要：目的 对黄独微型块茎鲨烯合酶（SQS）基因的表达量进行分析，旨在为阐明黄独微型块茎不同诱导形成时
期皂苷的合成机制提供理论依据。方法 以 Actin 基因为内参基因，采用实时荧光定量 PCR （qRT-PCR）分析技术。
通过对不同诱导形成时期的黄独微型块茎进行取样并提取 RNA，反转录获得 cDNA 作模板，利用 sybr Green I 成功构
建了目的基因 SQS 和 Actin 的扩增曲线和熔解曲线。结果 定量结果表明，SQS 基因在黄独微型块茎诱导形成的初期
（第 18～36 天）。表达量显著增加；在黄独微型块茎诱导形成的中期（第 36～72 天）SQS 基因的表达量显著下降，并
趋于稳定；在黄独微型块茎诱导形成的后期（第 72～90 天）SQS 基因的表达量再次显著下降。结论 在黄独微型块茎
诱导形成的过程中，SQS 基因的表达量呈现出“低-高-低-不变-低”的变化趋势，推测 SQS 是黄独微型块茎诱导形成中
皂苷生物合成的关键酶。
关键词：黄独；微型块茎诱导形成；鲨烯合酶 SQS 基因；actin 基因；qRT-PCR
中图分类号：S632.1 文献标志码：A 文章编号：0253 - 2670(2015)10 - 1520 - 05
DOI: 10.7501/j.issn.0253-2670.2015.10.021
qRT-PCR analysis of SQS gene expression during microtuber formation
of Dioscorea bulbifera
YIN Ming-hua, HONG Sen-rong, LIN Guo-wei, WANG Ai-bin, KE Wei-zhong
College of Life Sciences, Shangrao Normal University, Shangrao 334001, China
Abstract: Objective In order to provide a theoretical basis for clarifying the mechanism of synthesis of saponins during different
induction formation period of Dioscorea bulbifera microtubers, squalene synthase (SQS) gene expression of D. bulbifera microtubers
was analyzed in this paper. Methods Using Actin gene as a reference gene, Real-time quantitative PCR (qRT-PCR) analysis
technology was applied. The amplification curve and solubility curve of SQS (target gene) and Actin (reference gene) were
successfully constructed by SYBR Green I after RNA was extracted from different formation period of D. bulbifera microtuber and
cDNA was obtained by reverse transcription. Result Quantitative results showed that: During the initial stage (18—36 d) of D.
bulbifera microtuber formation, the expression level of SQS gene increased significantly. During the mid-term (36—72 d) of D.
bulbifera microtuber formation, the expression level of SQS gene decreased significantly, and tended to be stable. During the later stage
(72—90 d) of D. bulbifera microtuber formation, the expression level of SQS gene decreased significantly again. Conclusion In
general, in the process of D. bulbifera microtuber formation, the expression level of SQS gene shows the trend of
“low-high-low-constant-low”, which indicates that SQS is a key enzyme of saponin biosynthesis during the different induction
formation period of D. bulbifera microtubers.
Key words: Dioscorea bulbifera L.; microtuber formation; SQS gene; actin gene; qRT-PCR

黄 独 Dioscorea bulbifera L. 为 薯 蓣 科
（Dioscoreaceae）薯蓣属 Dioscorea L. 植物，其地下
块茎（黄药子）可入药，主治甲状腺肿大、咽喉肿
痛、咯血、百日咳等病[1]。另外，现代医学表明，
黄独块茎中的主要成分不仅能显著地抑制小鼠肿
瘤生长，对培养的人类肿瘤细胞也有直接的抑制作
用[2-3]。微型块茎是指在薯蓣属植物试管苗腋芽处形
成的变态块茎。它作为营养繁殖器官与试管苗相比
具有易保存、运输方便、移栽成活率高等优点[4]。
因此，对微型块茎的研究已成为一个研究热点。

收稿日期：2015-01-03
基金项目：国家自然科学基金资助项目（31360072）；江西省教育厅 2014 年度科学技术研究一般项目（GJJ14713）
作者简介：尹明华（1973—），女，江西永新人，硕士，副教授，研究方向为生物技术。
*通信作者 洪森荣，男，硕士，副教授，研究方向为植物生物技术。
中草药 Chinese Traditional and Herbal Drugs 第 46 卷 第 10 期 2015 年 5 月

• 1521 •
目前对微型块茎的研究主要集中在外源物质对
其诱导形成的影响[5-6]等方面，而对其诱导形成过程
中的关键酶基因表达研究较少。但植物次生代谢途
径中关键酶基因的克隆与功能研究对于代谢产物的
合成途径阐述与调控机制的了解却至关重要[7]。在
植物体内，三萜皂苷类化合物需通过类异戊二烯代
谢途径合成[8]。鲨烯是三萜类、甾醇类、胆固醇类
等烯萜类的共同前体，鲨烯合酶（squalene synthase，
SQS，EC2.5.1.21）是生物体中催化类异戊烯代谢途
径向甾醇和三萜生物合成转化的第一个关键酶，定
位于内质网膜上，它能催化 2 分子的法尼基焦磷酸
（FPP）缩合生成甾醇胆固醇和三萜等萜烯类化合物
的第 1 个前体——鲨烯（SQ）[9]。此外，FPP 还可
作为其他酶的底物，生成赤霉素、类胡萝卜素等活
性物质。因此处于分支位点的 SQS 基因的表达水平
和活性对于提高其下游产物，尤其是甾醇类皂苷的
量至关重要[10]。研究表明，SQS 基因也在薯蓣类植
物薯蓣皂苷元合成中起重要作用[11-12]。
目前，有关三七[13]、铁皮石斛[14]、滇重楼[10]、
枇杷[9]、刺五加[8,15]、巴西橡胶树[16]、盾叶薯蓣[11]
等植物上的 SQS 基因表达已有相关报道。而有关黄
独 SQS 基因的表达特别是黄独微型块茎诱导形成
过程中的 SQS 基因表达尚未见报道。实时荧光定量
PCR（quantitative real-time PCR，qRT-PCR）是在传
统 PCR 技术基础上发展而来的一种新的核酸定量
技术，具有灵敏度高、重复性好、特异性强和高通
量等特点，已被广泛地应用于基因的表达和转录组
分析等研究中[17]。本研究以黄独微型块茎为试材，
利用 qRT-PCR 分析技术，对 SQS 基因在黄独微型
块茎诱导形成过程中的表达进行研究，以期为深入
了解该基因的表达与薯蓣皂苷合成的关系提供依
据，同时也为该技术在黄独研究中的使用构建相应
的技术平台。
1 材料和方法
1.1 材料
黄独 Dioscorea bulbifera L. 脱毒苗由上饶师范
学院生命科学学院植物组织培养室提供，由上饶师
范学院生命科学学院王艾平教授鉴定。
1.2 方法
1.2.1 黄独微型块茎的诱导形成 在无菌条件下切
取黄独脱毒苗生理状态均一（成熟度基本一致）约
1.0～1.5 cm 的带芽茎段。然后将带芽茎段接入微型
块茎诱导培养基上。培养基为 MS＋KT 2 mg/L＋
NAA 0.5 mg/L＋60 g/L 蔗糖＋5 g/L 琼脂粉。接种完
后，将黄独带芽茎段置于光照培养内培养。培养条
件设置为温度（25±1）℃，湿度 70%～80%，光照
时间 14 h/d，光照强度 1 500～2 000 lx。当微型块
茎开始在叶腋内长出后，每隔 18 d 取微型块茎进行
SQS 基因表达的 qRT-PCR 分析。18、36、54、72、
90 d 共取 5 个时期的微型块茎分别编号 1～5。不同
发育时期的微型块茎从试管苗取下后，经液氮速冻
置于−80 ℃超低温冰箱保存备用。
1.2.2 黄独微型块茎 RNA 提取 液氮研磨黄独微
型块茎成粉末状后使用 RNA 提取试剂盒 EASYspin
Plus Plant RNA Extraction Kit 进行提取。
1.2.3 RNA 检测和电泳 使用 Nanodrop 2000 检测
RNA 的浓度，把 1.5 μL RNA 和 1.5 μL 核酸染料混
匀，结合 3～5 min 后使用 1%的琼脂糖凝胶进行分
离，180 V 电泳 10 min 后取胶拍照。
1.2.4 反转录 将 RNA 模板、Primer Mix、dNTP
Mix、RT Buffer、SuperRT 和 RNase-Free water 溶解
并置于冰上备用。反转录反应体系总体积为 20 μL，
其中 dNTP Mix 4 μL，终浓度为 500 μmol/L；Primer
Mix 2 μL；RNA Template 0.05～5 μg/μL；5×RT 缓
冲液 4 μL；SuperRT（200 U/μL）1 μL；RNase-Free
water 至 20 μL。涡旋震荡混匀，短暂离心，使管壁
上的溶液收集到管底。42 ℃孵育 30～50 min，85 ℃
孵育 5 min。反应结束后，短暂离心，置于冰上冷
却。逆转录产物可直接用于 PCR 反应和荧光定量
PCR 反应，或置于−20 ℃长期保存。1 号样品加入
RNA 2 μL，3 号样品加入 RNA 4 μL，2、4 和 5 号
样品加入 RNA 6 μL。
1.2.5 引物设计与扩增检测 选择 actin 作为内参
基因，并设计相应的扩增引物。根据盾叶薯蓣块茎
中已获得的 SQS 基因序列（ NCBI GenBank
accession No：KC960673，保守区域为 243～640
bp），使用 primer premier 6.0 软件设计 5 对引物。
引物 1 序列 （5’-3’）F：AAGAGGTAGAGACAG-
TTGAT，R：AGAGAATCTGAAGCAAGGT；引物
2 序列 （5’-3’）F：CGATATTACTAGGCGAATGG，
R：AGAGAATCTGAAGCAAGGT；引物 3 序列
（ 5’-3’ ） F ： TCTTGACACTGTTGAGGAT ， R ：
TCCAGCCACATAATGACA；引物 4 序列（5’-3’）
F：GACACTGTTGAGGATGATAC ，R：ACTAA-
TCCAGCCACATAATG；引物 5 序列 （5’-3’）F：
TGACACTGTTGAGGATGAT，R：AGAGAATCT-
中草药 Chinese Traditional and Herbal Drugs 第 46 卷 第 10 期 2015 年 5 月

• 1522 •
GAAGCAAGGT；actin 引物序列 （5’-3’）HD-actin-F：
CCGGTGTCATGGTTGGTAT，HD-actin-R：GCAG-
GCACATTGAAGGTCT。引物由北京三博远志生物
技术有限责任公司合成。通过普通 PCR 扩增，体系
为 20 μL，退火温度为 53 ℃，扩增结束后进行琼脂
糖电泳。使用 Boer LifeEco（96 孔）PCR 仪进行基
因扩增。PCR 反应体系总体积为 20 μL，其中 2×Es
Taq Master Mix 10 μL，终浓度为 1 μmol/L；Forward
Primer（10 μmol/L）1 μL，终浓度为 0.5 μmol/L；
Reverse Primer（10 μmol/L）1 μL，终浓度为 0.5
μmol/L；Template cDNA（cDNA），1 μL；RNase-Free
water，7 μL。把 Mix 和引物混合，然后加入 cDNA，
用水补齐至 20 μL。设置程序为 94 ℃、 2 min 预变
性，然后 94 ℃、30 s，53 ℃、30 s，72 ℃、30 s，
35 个循环。最后 72 ℃延伸 2 min 后结束程序。大
约 95 min 完成所有程序。
1.2.6 qRT-PCR 使用 LineGene 9600（96 孔）实
时荧光定量 PCR 仪进行基因表达的检测。qRT-PCR
反应体系总体积为 20 μL，其中 2×UltraSYBR
Mixture 10 μL，终浓度为 1 μmol/L；Forward Primer
（10 μmol/L） 1 μL，终浓度为 0.5 μmol/L；Reverse
Primer（10 μmol/L）1 μL，终浓度为 0.5 μmol/L；
Template cDNA（cDNA）1 μL；RNase-Free water 7
μL。把 SYBR Mix 和引物混合，然后加入 cDNA，
用水补齐至 20 μL。设置程序为 95 ℃、10 min 预变
性，然后 95 ℃、15 s，60 ℃、1 min，40 个循环。
最后进行熔解曲线的分析，熔解曲线设置程序为
95 ℃、15 s，60 ℃、1 min，95 ℃、15 s，60 ℃、
15 s。40 个循环，大约 100 min 完成所有程序。通
过软件获取 Ct 值、荧光扩增图、熔解曲线。
2 结果与分析
2.1 引物 PCR 检测
用于定量 PCR 的引物扩增出的片段有明显的
条带，且没有出现明显的引物二聚体。普通 PCR 电
泳检测结果（图 1）表明，1 和 2 号引物有条带，但
是相对分子质量较小且特异性较差，3 号没有出现，
4 号条带浅，5 号引物效果最好，因此本实验最终选
择第 5 号引物进行 SQS 基因的 qRT-PCR 定量。

图 1 1～5 号引物和内参基因引物的 PCR 电泳结果
Fig. 1 PCR electrophoresis results of Primers 1— 5 and reference gene primer
2.2 SQS 基因在黄独微型块茎诱导形成过程中的
表达量分析
以第 5 号引物为引物，以黄独诱导形成时间为
18、36、54、72、90 d 的微型块茎的 cDNA 为模板，
每组设 3 个重复，经 qRT-PCR 后，扩增曲线的走势
正常，拐点清楚，整体平行性好，基线平而无上
扬现象，表明各样品均检测出内参基因 actin 和
目的基因 SQS 基因的表达。内参基因 actin 和目
的基因 SQS 基因熔解曲线均表现为熔解峰单一，
且都没有引物二聚体的生成，表明各样品均特异
性扩增到内参基因 actin 和目的基因 SQS 基因的
目的产物，也说明引物特异性好，证明扩增所得
条带均为特异性条带。通过软件获取 Ct 值，重复
4 次，选择了 3 个更好的重复作为数据，运用
2−ΔΔCt 法[18]进行数据处理：大于 1.5 的表示表达
量增加，小于 0.5 的表示表达量下降，1.0 附近的
表示表达量没有显著变化。结果见图 2。从图 2
可以看出，诱导形成 36 d 的微型块茎 SQS 基因
表达增加，54 d 和 72 d 的 SQS 基因表达没有变
化，90 d 的 SQS 基因表达量下降。这个结果说
明，SQS 基因在黄独微型块茎诱导形成的初期
（第 18～36 天），表达量显著增加。在黄独微型
块茎诱导形成的中期（第 36～72 天）SQS 基因
的表达量显著下降，并趋于稳定。在黄独微型块
茎诱导形成的后期（第 72～90 天）SQS 基因的
表达量再次显著下降。


4 500 bp
3 000 bp
2 000 bp
1 200 bp
800 bp
500 bp
200 bp
Marker 1 2 3 4 5 Marker actin
4 500 bp
3 000 bp
2 000 bp
1 200 bp
800 bp
500 bp
200 bp

中草药 Chinese Traditional and Herbal Drugs 第 46 卷 第 10 期 2015 年 5 月

• 1523 •

不同字母表示差异显著 P＜0.05
Different letters means P＜0.05
图2 SQS基因在黄独微型块茎诱导形成过程中的相对定量
检测结果
Fig. 2 Relative quantification of SQS gene expression in
formation of D. bulbifera microtuber
3 讨论
目前在植物三萜生物合成途径研究中，由于
SQS是竞争利用FPP来合成三萜，会影响倍半萜类、
二萜类等物质合成的关键酶，因此 SQS 的量和活性
决定了相关物质的产量[19]。因此，对 SQS 基因表达
的研究备受重视。实时荧光定量 PCR（qRT-PCR）
因具特异性强、灵敏度高和检测范围广等优点，已
被广泛应用于植物 SQS 基因表达研究中[20]。
在大戟[21]、吊兰[22]等植物中，SQS 基因只有 1
种；而在甘草[23]、睡茄[24]等植物中，SQS 基因有 2
种；人参[25]等植物的 SQS 基因则多达 3 种。在薯蓣
类植物——盾叶薯蓣的块茎中，SQS 基因也只有一
种[11]。许多研究表明，幼嫩的器官中 SQS 基因的表
达量较为丰富。在盾叶薯蓣中，幼嫩块茎中 SQS 基
因的表达量高于成熟块茎，但在叶片中恰恰相反，
成熟叶片中 SQS 基因的表达量高于幼嫩叶片[11]。但
在铁皮石斛中 SQS 基因表达量大小依次为根＞茎＞
叶[14]，这与三七中 SQS 基因表达很相似，在三七
中，根 SQS 基因转录表达量最高，高于茎和芦头
的表达[13]。邢朝斌等[15]发现，在刺五加的整个生长
期中，SQS 基因的表达量呈现出“低-高-低-高-低”
的变化趋势。而本实验结果表明，在黄独微型块茎
诱导形成的整个过程中，SQS 基因的表达量呈现出
“低-高-低-不变-低”的变化趋势。究其原因，可能
是早期的微型块茎细胞分裂较快，细胞生长活跃，
需要更多的甾醇类物质。目前最常用的实时定量
PCR 方法有染料（SYBR Green I）法和 TaqMan 探
针法 2 种[26]。本研究选择 SYBR Green 染料法。
SYBR Green I 与 DNA 双链小沟结合，当它与 DNA
双链结合时发出荧光。PCR 过程中，复性和延伸
时形成双链 DNA，SYBR Green I 发出荧光。因此，
在一个体系内，其信号强度代表了双链 DNA 分子
的数量，用该方法分析基因的表达模式，简便易行，
具有高灵敏度和高重现性等优点 [27]。但 SYBR
Green I 染料法特异性不如探针法，需要熔解曲线
判断 PCR 扩增反应是否特异[26]。本实验所得的目
的基因和内参基因的熔解曲线也呈单一峰，扩增曲
线的扩增期和平台期均十分明显，线性范围也合
理，并且均进行 3 次重复，保证定量结果的准确。
在盾叶薯蓣 SQS 基因[11]的表达中，采用 SYBR
Green I 染料法，也取得了比较满意的实验结果。
利用 qRT-PCR 方法计算基因相对表达量时，通常
需引入一个表达较为稳定的管家基因作为内参基
因。在薯蓣属植物的基因表达研究中，常用的稳定
表达的管家基因有甘油醛 -3-磷酸 -脱氢酶基因
（GAPDH）、肌动蛋白基因（actin）、微管蛋白基因
（tubulin）、和 18S rRNA 等[28-29]。在盾叶薯蓣环阿
屯醇合酶基因[30]和 SQS 基因[11]的表达中，分别使
用 18S rRNA 和 GAPDH 作为内参基因，效果较好。
在田薯花青素合成酶（ANS）基因[31]、大薯蔗糖
合成酶（SuSy）基因[32]和紫山药黄烷酮-3-羟化酶
（DaF3H）基因[33]的表达分析，较好的内参基因均
为 actin。这些研究结果与本实验结果一致。目前，
qRT-PCR 技术用于薯蓣属植物基因相对表达量的
研究仍较少。本实验首次运用该技术对黄独微型块
茎诱导形成过程中 SQS 基因在转录水平上的相对
表达量进行分析，明确了该基因在黄独微型块茎诱
导初期的表达量最高，为进一步探讨 SQS 基因的
功能提供了相关依据。
参考文献
[1] 中国科学院中国植物志编辑委员会. 中国植物志 (第 6
卷) [M]. 北京: 科学出版社, 1985.
[2] 龙雯虹, 肖关丽, 王 琼, 等. 黄独珠芽浸提液对大白
菜种子发芽的影响及休眠期内源激素含量的变化 [J].
西南师范大学学报: 自然科学版, 2012, 37(8): 51-54.
[3] 龙雯虹, 王 琼, 肖关丽, 等. 黄独珠芽生长期内源激
素及糖类物质含量的变化 [J]. 云南农业大学学报 ,
2013, 28(2): 283-286.
[4] 李书杰, 张晓丽, 李俊华, 等. 植物生长物质对山药微
18 36 54 72 90
2.0
1.5
1.0
0.5
0
相
对
表
达
量

Bb
Aa
Bb
Bb
Cc
培养时间/d
中草药 Chinese Traditional and Herbal Drugs 第 46 卷 第 10 期 2015 年 5 月

• 1524 •
型块茎诱导形成的影响 [J]. 北方园艺 , 2014(14):
200-203.
[5] 李明军, 刘欣英, 李 萍, 等. 山药微型块茎诱导形成
的影响因子研究 [J]. 中草药, 2008, 39(6): 905-910.
[6] 彭晓英, 周朴华, 张良波, 等. 盾叶薯蓣试管株芽的诱
导 [J]. 热带亚热带植物学报, 2005, 13(4): 319-323.
[7] 朱振洪, 沈静炎, 周利萍, 等. 浙贝母鲨烯合酶核心功能
区基因克隆与序列分析 [J]. 生物技术, 2014, 24(3): 1-5.
[8] 邢朝斌, 龙月红, 李非非, 等. 刺五加鲨烯合酶基因家
族两成员的表达及其与皂苷含量的关系 [J]. 西南农业
学报, 2014, 27(3): 1252-1255.
[9] 李惠华, 刘小英, 王 伟, 等. 枇杷鲨烯合酶 (squalene
synthase) 基因的克隆及序列分析 [J]. 热带作物学报,
2014, 35(6): 1090-1094.
[10] 高 飞, 雒晓鹏, 陶 亮, 等. 滇重楼鲨烯合酶基因
PpSQS 的克隆及在大肠杆菌中的表达 [J]. 中国中药
杂志, 2013, 38(13): 2086-2091.
[11] Ye Y, Wang R F, Jin L, et al. Molecular cloning and
differential expression analysis of a squalene synthase
gene from Dioscorea zingiberensis, an important
pharmaceutical plant [J]. Mol Biol Rep, 2014, 41(9):
6097-6104.
[12] Ding C H, Du X W, Xu Y, et al. Screening for
differentially expressed genes in endophytic fungus strain
39 during co-culture with herbal extract of its host
Dioscorea nipponica Makino [J]. Curr Microbiol, 2014,
69(4): 517-524.
[13] 吴耀生, 朱 华, 李 珅, 等. 三七鲨烯合酶基因在三
七根、茎、芦头中的转录表达与三萜皂苷合成 [J]. 中
国生物化学与分子生物学报, 2007, 23(12): 1000-1005.
[14] 张 岗, 唐志书, 周莉英, 等. 铁皮石斛鲨烯合酶基因
的克隆及其组织表达模式分析 [J]. 西北农林科技大学
学报: 自然科学版, 2013, 41(9): 151-158.
[15] 邢朝斌, 龙月红, 劳凤云, 等. 刺五加鲨烯合酶基因的
表达及其对皂苷含量的影响 [J]. 经济林研究, 2013,
31(1): 25-29.
[16] 张志平, 仇 键, 杨文凤, 等. 巴西橡胶树鲨烯合酶基
因的克隆与序列分析 [J]. 广西植物 , 2014, 34(2):
235-241.
[17] 周晓慧, 刘 军, 庄 勇. 喀西茄内参基因实时荧光定
量 PCR 表达稳定性评价 [J]. 园艺学报, 2014, 41(8):
1731-1738.
[18] Livak K J, Schmittgen T D. Analysis of relative gene
expression data using real-time quantitative PCR and the
2-ΔΔCt Method [J]. Methods, 2001, 25(4): 402-408.
[19] 戴住波, 钱子刚, 胡运乾, 等. 金铁锁鲨烯合酶 cDNA
的克隆和功能鉴定 [J]. 药学学报 , 2008, 43(12):
1245-1250.
[20] 齐飞艳, 胡 陶, 彭镇华, 等. 毛竹实时荧光定 PCR 内
参基因的筛选及成花基因PheTFL1表达分析 [J]. 西北
植物学报, 2013, 33(1): 48-52.
[21] Zheng Z, Cao X, Li C, et al. Molecular cloning and
expression analysis of a squalene synthase gene from a
medicinal plant, Euphorbia pekinensis Rupr. [J]. Acta
Physiol Plant, 2013, 35(10): 3007-3014.
[22] Kalra S, Kumar S, Lakhanpal N, et al. Characterization of
squalene synthase gene from Chlorophytum borivilianum
(Sant. and Fernand.) [J]. Mol Biotechnol, 2013, 54(3):
944-953.
[23] Hayashi H, Hirota A, Hiraoka N, et al. Molecular
cloning and characterization of two cDNAs for
Glycyrrhiza glabra squalene synthase [J]. Biol Pharm
Bull, 1999, 22(9): 947-950.
[24] Gupta N, Sharma P, Kumar R J S, et al. Functional
characterization and differential expression studies of
squalene synthase from Withania somnifera [J]. Mol Biol
Rep, 2012, 39(9): 8803-8812.
[25] Kim T D, Han J Y , Huh G H, et al. Expression and
functional characterization of three squalene synthase
genes associated with saponin biosynthesis in Panax
ginseng [J]. Plant Cell Physiol, 2011, 52(1): 125-137.
[26] 杨 帆, 丁 菲, 杜天真. 盐胁迫下构树 DREB 转录因
子基因表达的实时荧光定量 PCR 分析 [J]. 林业科学,
2010, 46(4): 146-150.
[27] 张中保, 李会勇, 石云素, 等. 应用实时荧光定量 PCR
技术分析玉米水分胁迫诱导基因的表达模式 [J]. 植物
遗传资源学报, 2007, 8(4): 421-425.
[28] 邢朝斌, 吴 鹏, 陈 龙, 等. 刺五加 GAPDH 基因的
克隆及序列分析 [J]. 中草药, 2012, 43(1): 155-158.
[29] 孙美莲, 王云生, 杨冬青, 等. 茶树实时荧光定量 PCR
分析中内参基因的选择 [J]. 植物学报, 2010, 45(5):
579-587.
[30] 陈 迪, 陈永勤, 杨之帆, 等. 盾叶薯蓣环阿屯醇合酶
基因克隆与表达 [J]. 西北植物学报 , 2009, 29(2):
221-228.
[31] 周生茂, 王玲平, 向 珣, 等. 山药 ANS 基因的克隆和
分子特性及其与花青素积累的关系 [J]. 园艺学报 ,
2009, 36(9): 1317-1326.
[32] 周生茂, 曹家树, 王玲平, 等. 山药 SuSy 基因全长
cDNA 序列的结构、进化和表达 [J]. 中国农业科学,
2009, 42(7): 2458-2468.
[33] 闫瑞霞, 殷剑美, 韩晓勇, 等. 紫山药花青素调控基因
DaF3H 的克隆及表达分析 [J]. 园艺学报, 2014, 41(4):
701-712.