全 文 ：·技术与方法·
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2014年第12期
山茶（Camellia japonica L.）属于山茶科山茶属
常绿灌木，是原产于中国的珍贵花卉，在中国十大
名花中排名第七，具有很高的景观价值，广泛应用
于园林绿化、室内盆栽、立体景观和插花艺术。我
收稿日期 ：2014-06-174
基金项目 ：乐山师范学院科研项目（Z1201），乐山师范学院峨眉山生物多样性保护与利用研究所科研项目（12S01）
作者简介 ：范晶，男，博士，副教授，研究方向 ：植物分子生物学 ；E-mail ：fanjing972001@sohu.com
一种适用于 RAPD 分析的微量山茶 DNA
提取方法的建立
范晶1  李仲芳1，2  高明辉1  伏秦超1
（1. 乐山师范学院生命科学学院，乐山 614004 ；2. 天水师范学院生命科学与化学学院，天水 741001）
摘 要 ： 为建立一种满足 RAPD-PCR 分析的简便且高产率微量山茶基因组 DNA 提取方法，探索了在无液氮条件下，采用简
化试验步骤的改良 CTAB、SDS 和 Triton X-100 方法分别提取山茶新鲜和干燥叶片 DNA，通过光谱扫描和测定 DNA 在波长 230 nm，
260 nm 和 280 nm 时的吸光度，比较不同 DNA 提取方法、材料保存方法以及材料用量对 DNA 提取效率的影响。结果表明，干燥叶
片比新鲜叶片更适合作为 DNA 提取材料，改良 CTAB 法在提取干燥山茶 DNA 时纯度和产率较理想，其 A260/A280 值为 1.595-1.736，
每克叶片可得到 230-295 μg DNA，高质量 DNA 经 RAPD-PCR 扩增可获得清晰扩增条带。100 mg 干燥山茶叶片适合获得高纯度和
高产率的 DNA，增加材料用量可增大 DNA 总量，但也增加了 DNA 中杂质含量。
关键词 ： DNA 提取 RAPD 山茶 改良 CTAB 方法
DOI ：10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2014.12.011
Establishment of a DNA Extraction Method Suitable for RAPD
Analysis of Trace Arnounts of Camellia japonica L.
Fan Jing1 Li Zhongfang1，2 Gao Minghui1 Fu Qinchao1
（1. College of Life Science，Leshan Normal University，Leshan 614004 ；2. College of Life Science and Chemistry，Tianshui Normal
University，Tianshui 741001）
Abstract: To explore a simple and high yield method for preparing DNA suitable for RAPD analysis, trace fresh and dried leaves of
Camellia japonica L. were used as materials. Moreover, the improved CTAB, SDS and Triton X-100 methods without using liquid nitrogen were
compared. The efficiencies of different DNA extraction methods, the effects of material preservation and material amounts on DNA qualities were
compared based on the absorbance spectrum and ratio of absorbance at 230 nm, 260 nm and 280 nm by Ultraviolet Spectrophotometry. Results
showed that dried materials were more suitable for DNA extraction than fresh materials. The improved CTAB protocol for isolating DNA from
dried leaf tissues gave satisfied results, with the ratio of A260/A280 ranged from 1.595 to 1.736. Furthermore, the DNA yield reached 230 to 295
μg per gram of leaf. Finally, clear amplified bands were detected by RAPD-PCR. High quality and high yield genomic DNA could be prepared
from 100 mg dried leaves of Camellia japonica L., an increase in materials leads to the increased in DNA amount, however, impurity was also
increased.
Key words: DNA extraction RAPD Camellia japonica L. Improved CTAB protocol
国山茶主要集中在云南、四川、广西和广东等地，
川茶花分布于四川盆地，品种繁多，占据了全国山
茶 20% 的资源，在中国茶花中独具一格［1］。乐山位
于四川盆地西南部，介于北纬 28 28 -29 56 ，东
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第12期68
经 102 15-104 15，是全国绿化模范城市、中国优
秀旅游城市和国家园林城市。据文献报道，乐山现
发现 63 个山茶品种，其中包括珍贵的峨眉红山茶、
怒江红山茶、金沙江红山茶和杜鹃红山茶等山茶原
种资源［2］。关于乐山地区山茶的研究，目前主要集
中在资源调查和利用同工酶酶谱进行分类学研究［3，
4］。然而，乐山山茶遗传多样性方面还缺少系统研究。
快速获得高质量和高产率 DNA 是开展山茶群体遗传
结构和多样性分析的重要前提，常规 DNA 提取方法
通常包含液氮研磨样品、反复离心抽提、乙醇沉淀
和洗涤 DNA 等步骤，上述过程操作步骤较多，在进
行大规模样品的 DNA 提取时工作量较大，不能适
应大批量样品的快速检测。山茶还富含多糖、多酚
及其他次生代谢物质，这些物质可严重干扰所提取
DNA 的产率及质量［5］。本研究在参考已报道常规
CTAB、SDS 和 Triton X-100 DNA 提取方法基础上［6-8］，
通过简化试验步骤和替换部分实验试剂，探索了改
良的 DNA 提取方法，同时通过比较不同 DNA 提取
方法、不同材料保存方法和不同材料用量对 DNA 提
取效果的影响，最终建立了一种简便、高产率的微
量山茶 DNA 提取改良方法，为后续开展乐山地区山
茶群体遗传多样性研究奠定了基础。
1 材料与方法
1.1 材料
供试山茶材料有七心红山茶、浙江红山茶、四
季红山茶、栀子茶、复色骄傲、复色三月茶、三月
茶和窄叶西南。PCR buffer、MgCl2、Taq DNA 聚合酶、
dNTPs 等 RAPD-PCR 反应试剂购自 Takaka 公司，随
机扩增引物序列为 5-TGATCCCTGG- 3，由上海英
俊公司（Invitrogen）合成，其他化学试剂为国产分
析纯试剂。
1.2 方法
1.2.1 基因组 DNA 提取 DNA 提取方法参考已发
表文献［6-8］，并对操作步骤进行了优化，主要体现
在免去常规 DNA 提取时使用液氮、采用更常规和经
济的石英砂进行样品研磨 ；减少氯仿 / 异戊醇等试
剂抽提和离心取上清次数 ；减少材料用量以便降低
DNA 中杂质含量 ；为减少所获得微量 DNA 的损失，
在异丙醇沉淀 DNA 后，采用无水乙醇代替 75% 乙
醇洗涤 DNA 1 次。
改良 CTAB 法参考已发表文献并加以改良［6］。
取石英砂磨碎后的 100 mg 山茶叶片，放入 1.5 mL
Eppendorf 管中，加入 750 μL 65℃预热的 2% CTAB
提取液和 15 μL β-巯基乙醇，轻轻上下颠倒混匀后
放置 65℃水浴锅中保温 50 min，期间每隔 10 min 左
右摇匀 1 次。从水浴锅中取出离心管，加入 450 μL
氯仿∶异戊醇（24∶1）进行抽提，摇匀后 12 000 r/min
离心 10 min，转移 500 μL 上清液至一个干净离心管
中，加入 10% 体积的 3 mol/L 醋酸钠溶液和等体积
的预冷异丙醇，混匀后于 -20℃放置 2 h 沉淀 DNA。
12 000 r/min 离心 10 min 弃上清，所获得 DNA 沉淀
用 500 μL 无水乙醇洗涤一次，12 000 r/min 离心 5
min 后去除无水乙醇，于空气晾干 DNA 沉淀，溶解
于 50 μL 无菌水并保存于 -20℃备用。
改良 SDS 法参照分子生物学实验指导并加以改
良［7］。取 100 mg 石英砂磨碎的山茶粉末叶片装入 1.5
mL Eppendorf 中，加入 750 μL 经 65℃预热的 SDS 细
胞 DNA 提取液，上下颠倒轻轻混匀，65℃水浴 50
min，期间每 10 min 左右将离心管摇匀 1 次，将离
心管从水浴锅中取出并加入 235 μL 的 5 mol/L KCL
溶 液， 冰 浴 20 min 后 12 000 r/min 离 心 5 min， 将
750 μL 上清液转入新的 1.5 mL 离心管中，加入等体
积氯仿 / 异戊醇（24∶1）进行 DNA 抽提，12 000 r/min
离心 10 min 后取上清并转移至新的离心管中，加等
体积预冷异丙醇，-20℃放置 2 h 沉淀 DNA，后续步
骤同改良 CTAB 法。
改 良 Triton X-100 法 参 照 并 改 良 了 田 杰 的 方
法［8］。取石英砂研磨的山茶叶片粉末 100 mg 装入
1.5 mL Eppendorf 管中，加入 750 μL 的 Triton X-100
DNA 提取液，轻轻混匀后放置 65℃水浴 50 min，每
10 min 左右摇匀 1 次，之后从水浴锅中取出离心
管，加入 60% 体积的氯仿 / 异戊醇（24∶1）混匀，
12 000 r/min 离心 10 min 取 500 μL 上清，加等体积
异丙醇并混匀，-20℃放置 2 h 沉淀 DNA，后续步骤
同改良 CTAB 法。
1.2.2 DNA 提 取 效 果 检 测 分 别 取 10 μL 改 良
CTAB、SDS 和 Triton-X100 法提取的 DNA，转入比
色皿中并用无菌水补至 2 mL，使用 UV1901 紫外分
光光度计测量 230 nm、260 nm 和 280 nm 波长时吸
2014年第12期 69范晶等：适用于 RAPD 分析的微量山茶 DNA提取方法的建立
光度判断 DNA 的浓度及产率，根据 A260 nm/A280 nm、
A260nm/A230 nm 比值判断所制备 DNA 的纯度，参考吴波
等文献计算 DNA 的浓度和产率，DNA 浓度（μg/mL）
= 稀 释 倍 数 ×OD260×50，DNA 产 率（μg/g）=DNA
浓度（μg/mL）× 体积（mL）/ 叶片重量（g）［9］。
1.2.3 RAPD-PCR 扩增及琼脂糖凝胶电泳 RAPD-
PCR 扩增反应体系为 20 μL，其中含 1×PCR Buffer、
200 μmol dNTP、2 mmol MgCl2、0.8 μmol 上下游引物、
lU Taq DNA 聚合酶和 1 μL DNA 模板。PCR 扩增条
件为 94℃预变性 4 min ；94℃变性 1 min，37℃退火
1 min，72℃延伸 2 min，共 45 个循环 ；72℃延伸 10
min。PCR 扩增结束后，扩增产物用 0.8% 浓度的琼
脂糖凝胶电泳进行检测。
2 结果
2.1 提取方法对DNA提取效果的影响
为了确定适合微量山茶叶片 DNA 提取的方法，
我 们 采 用 改 良 CTAB、SDS 和 Triton X-100 方 法 分
别提取 100 mg 七心红山茶叶片 DNA，通过紫外分
光光度计进行 DNA 光谱扫描和测定 230 nm、260
nm 和 280 nm 波长时的吸光度。结果显示 3 种方法
中，改良 Triton X-100 方法的 DNA 产率最高，改良
CTAB 方法次之，改良 SDS 方法最低。但在 DNA 纯
度方面，A260/A280 和 A260/A230 比值显示改良 CTAB 方
法＞改良 Triton X-100 方法＞改良 SDS 方法（表 1），
该结果和 DNA 光谱扫描结果一致（图 1）。改良的
CTAB 方法（图 1-a）和改良 SDS 方法（图 1-b）提
取的 DNA 光谱扫描结果显示两者在波长 260 nm 时
均有一个比较明显的 DNA 吸收峰，说明均成功提取
到 DNA。但改良 SDS 方法提取的 DNA 在 230 nm 和
280 nm 波长时还分别有一个比较明显的吸收峰，说
明 DNA 中含有一定比例的盐、糖和蛋白质等杂质（图
1-b）。而 Triton X-100 提取的 DNA 光谱扫描结果显
示扫描曲线偏离基线较严重，说明提取物中除了含
有较高浓度的 DNA 外，还含有较高浓度的杂质（图
1-c），综合来看，改良 CTAB 方法最适合作为微量
山茶 DNA 的提取方法。
表 1 不同方法对 DNA 提取效果的影响
提取方法 材料保存状态 重量（mg） A230 A260 A280 A260/A280 A260/A230 产率（μg/g）
改良 CTAB 干燥 100 0.04 0.059 0.037 1.595 1.475 295
改良 SDS 干燥 100 0.054 0.049 0.034 1.441 0.907 245
改良Triton X-100 干燥 100 0.078 0.078 0.052 1.500 0.980 388.5
改良 CTAB 干燥 200 0.076 0.092 0.053 1.736 1.211 230
改良 CTAB 新鲜 200 0.031 0.040 0.028 1.429 1.290 100
2.2 材料保存方法对DNA提取效果的影响
为了探明山茶保存状态对 DNA 提取的影响，本
研究采用改良 CTAB 法分别提取 200 mg 新鲜叶片和
干燥叶片的 DNA。光谱扫描结果显示干燥叶片（图
1-d）和新鲜叶片（图 1-e）提取物在 260 nm 处均有
吸收峰，说明均能提取 DNA，DNA 吸光度结果表
明干燥叶片 DNA 产率高于新鲜叶片，且干燥叶片
A260/A280 比值大于新鲜叶片对应比值（表 1），表明
干燥叶片更适合作为 DNA 提取材料。
2.3 材料用量对DNA提取效果的影响
为了探索山茶用量对提取 DNA 的影响，我们
采用改良的 CTAB 方法分别提取了 100 和 200 mg 山
茶干燥叶片 DNA。结果显示，增加材料的用量可
以虽然可以增加提取 DNA 的总量（表 1），但会导
致 DNA 中杂质含量增多，光谱扫描结果图 1-a 显示
100 mg 山茶叶片提取的 DNA 在波长 260 nm 时有一
个比较明显的 DNA 吸收峰。图 1-d 显示 200 mg 山
茶叶片提取产物在 230 nm、260 nm 和 280 nm 波长
处各有一个比较明显的 DNA 吸收峰，说明提取的
DNA 中含有较大含量的杂质，其纯度低于 100 mg 叶
片提取的 DNA，因此，控制材料用量是获得高纯度
DNA 的关键。
2.4 RAPD-PCR扩增结果
为了验证改良 CTAB 方法提取的 DNA 能否满
足分子标记遗传学分析，我们提取了 7 个硅胶干燥
且低温保存时间长达 131 d 的山茶叶片基因组 DNA，
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第12期70
采用一个随机扩增引物对其进行 RAPD-PCR 扩增。
图 2 结果显示，以 7 个山茶样品的 DNA 为模板进行
扩增，均能得到清晰的 DNA 条带并显示出基因多态
200.00
0.000
0.125
0.250
0.375b
250.00 300.00 350.00
200.00
0.000
0.125
0.250
0.375a
250.00 300.00 350.00
200.00
0.000
0.125
0.250
0.375c
250.00 300.00 350.00
200.00
0.000
0.125
0.250
0.375e
250.00 300.00 350.00
200.00
0.000
0.125
0.250
0.375d
250.00 300.00 350.00
100 mg 山茶干燥叶片 DNA 光谱扫描结果：a：改良 CTAB 法；b：改良 SDS 法；C：
改良 Triton X-100 法 ；d ：改良 CTAB 法提取 200 mg 山茶干燥叶片 DNA 光谱
扫描结果 ；e ：改良 CTAB 法提取 200 mg 山茶新鲜叶片 DNA 光谱扫描结果
图 1 3 种方法提取 DNA 的光谱扫描结果
1 2 3 4 5 6 7
1 ：浙江红山茶，2 ：四季红山茶，3 ：栀子茶，4 ：复色骄傲，
5 ：复色三月茶，6 ：三月茶，7 ：窄叶西南
图 2 7 个山茶样品的 RAPD-PCR 扩增结果
性，说明本研究建立的改良 CTAB 法适用于山茶分
子遗传标记分析。
3 讨论
分子标记技术现已广泛应用于植物遗传育种和
系统进化研究，由于研究时需要涉及到较大数量样
品，因此，建立一种操作步骤简单的适合较大群体
遗传分析的 DNA 提取方法受到广大研究人员的重
视［10］。目前，通过已有文献报道的方法能够提取
出山茶 DNA 并进行遗传标记分析［11，12］，但普遍存
在使用液氮和操作步骤复杂等可改进之处，同时不
同 DNA 提取方法还存在各自的优缺点和最佳应用范
围。刘婵等［13］采用 CTAB、改良 CTAB、SDS、改
良 SDS 4 种方法提取滇山茶基因组 DNA，结果发现
改良 CTAB 为最佳 DNA 提取方法，SDS 法不能较好
提取 DNA，他们在运用改良 CTAB 方法提取 DNA
时，首先采用液氮磨碎样品，然后用氯仿-异戊醇-
乙醇溶液抽提上清 2-3 次，RNaseA 消化去除 RNA，
最后采用 99.5% 的冷乙醇沉淀 DNA，76% 的乙醇洗
涤 DNA，操作步骤相对较为复杂。Yang 等［14］采用
改良 SDS 法提取大果油茶嫩叶基因组 DNA，通过
添加高浓度醋酸钾溶液沉淀蛋白质 -SDS 复合物和
RNA、70% 乙醇洗涤 DNA 去除盐等杂质以及 RNA
酶消化 DNA 中的 RNA 等步骤，获得进行 ISSR-PCR
分析的 DNA。本研究采用 3 种简化试验步骤的改良
CTAB、SDS 和 Triton X-100 方法提取 DNA，结果显
示改良的 CTAB、SDS 和 Triton-X100 三种方法均能
成功提取出微量山茶 DNA，但以改良 CTAB 方法提
取的 DNA 效果最佳（表 1，图 1）。在本研究改良
CTAB 方法中，改进步骤主要表现为采用常用的石
英砂代替液氮对材料进行研磨，减少氯仿 / 异戊醇
2014年第12期 71范晶等：适用于 RAPD 分析的微量山茶 DNA提取方法的建立
抽提和离心取上清次数，在进行 DNA 沉淀时，采用
异丙醇代替乙醇进行 DNA 沉淀，主要是考虑了 2 个
因素 ：第一，异丙醇沉淀 DNA 效率高于乙醇 ；第
二，异丙醇沉淀可减少 DNA 受多糖和杂蛋白污染的
程度。由于提取 DNA 时使用的是微量材料，为减少
DNA 的损失，我们还对 2 个实验步骤进行了改进 ：
第一，异丙醇沉淀 DNA 时加入 10% 体积的 3M 醋酸
钠溶液，其原理是用阳离子 Na+ 可中和 DNA 分子上
的负电荷，以便降低 DNA 分子之间的同种电荷排斥
力，促进 DNA 发生聚合并形成沉淀。第二，我们采
用无水乙醇代替 75% 乙醇洗涤 DNA，一方面可以减
少 DNA 再次溶解于水而导致进一步损失 ；另一面是
考虑到沉淀 DNA 的异丙醇不容易挥发，而无水乙醇
挥发更快，可促进 DNA 更快干燥。
高质量基因组 DNA 的获得是进行山茶分子遗传
多样性研究的关键步骤，由于山茶细胞内含有大量
的多糖、酚类和色素等物质［15］。它们可干扰所获得
基因组 DNA 的质量，严重时可导致 PCR 扩增失败，
而通过减少材料用量来降低 DNA 中杂质含量是较好
的选择。试验中我们以 100 和 200 mg 山茶叶片为材
料进行 DNA 提取，结果显示 100 和 200 mg 材料均
能获得较高 DNA 产率，每克叶片 DNA 可分别达到
295 μg 和 230 μg。谭晓风等［16］采用改良 CTAB 法提
取 32 个山茶 DNA 时，每克叶片 DNA 提取产率最高
为 110 μg。倪穗等［17］采用改良 CTAB 法提取红山
茶基因组 DNA 时，每克鲜组织可得到 50 μg 左右的
总 DNA。
野外采集材料往往存在一些客观条件制约，表
现尤为突出的是所采集的样品不能及时带回实验室
进行处理，因此试验样品的处理和保存对于成功开
展后续分析具有重要的意义。林立等［18］在进行中
日 5 个岛屿山茶种群遗传多样性研究时，采用冰袋
对山茶嫩叶进行保鲜运输。周阿涛等［19］在进行云
南山茶序列多态性分析时，DNA 提取时使用的样品
是常温保存且变色硅胶干燥的山茶新鲜叶片。本研
究中，同时比较了新鲜叶片和硅胶干燥叶片的 DNA
提取效果，发现硅胶干燥叶片提取 DNA 的产率和
纯度均优于新鲜叶片。骆文华等［20］在提取广西火
桐基因组 DNA 时也得到类似结果，他们发现保存
时间 90 d 的硅胶干燥叶片的 DNA 产率高于新鲜叶
片，但 DNA 纯度相当。代文娟等［21］认为硅胶干燥
保存时间在 10 d 至 l0 个月之间的植物叶样最适合提
取 DNA，此阶段样品所得 DNA 得率高且纯度较好。
本研究应用改良 CTAB 方法提取了 7 个保存时间为
131 d 的硅胶干燥山茶样品的基因组 DNA，RAPD-
PCR 结果显示各个样品提取的 DNA 能够扩增出条带
并显示出较好的遗传多样性。本研究为下一步开展
乐山山茶群体遗传结构研究奠定了基础。
4 结论
采 用 光 谱 扫 描 和 测 定 DNA 吸 光 度 比 较 改 良
CTAB、SDS 和 Triton X-100 法提取山茶 DNA 的效率，
结果表明本研究的建立的改良 CTAB 法适合作为山
茶 DNA 的提取方法，DNA 完整性较好，A260/A280 值
介于 1.595-1.736，DNA 产率较其他文献报道方法有
较大提高，每克叶片 DNA 含量可达 230-295 μg。干
燥叶片比新鲜叶片更适合作为 DNA 提取材料，在无
液氮条件下，采用改良 CTAB 法提取 100 mg 山茶干
燥叶片 DNA，所得 DNA 的纯度和产率均较为理想，
且能够满足 RAPD-PCR 遗传分析。本研究建立了一
种简便且高产率的微量山茶 DNA 提取方法，可简化
试验处理过程、降低实验成本、有效提高大批样品
的检测效率。
参 考 文 献
［1］陈睿 , 鲜小林 , 秦帆 , 等 . 四川观赏用山茶资源及景观应用研
究［J］. 北方园艺 , 2012, 11 ：97-101.
［2］李仲芳 , 杨霞 , 谢孔平 , 等 . 乐山茶花品种资源调查报告Ⅱ［J］.
南方农业学报 , 2012, 43（9）：1357-1362.
［3］李仲芳 , 杨霞 , 高彦明 . 乐山茶花品种资源调查报告［J］. 北
方园艺 , 2011（20）：86-89.
［4］胡欢 , 杨述章 , 李仲芳 , 等 . 30 种茶花过氧化物酶同工酶分析［J］.
四川师范大学学报 , 2013, （2）：296-301.
［5］Umar KM, Mohammed AS, Radu S, et al. Extraction and isolation
of PCR amplifiable genomic DNA from Camellia sinensis（L.）
Kuntze［J］. Food, Agriculture and Environment, 2011, 9（3-4）：
529-532.
［6］陈析丰 , 查笑君 , 范文杰 , 等 . 山茶花叶片 DNA 提取及 RAPD
反应体系的研究［J］. 植物研究 , 2007, 27（2）：219-220.
［7］魏群 . 分子生物学实验指导［M］. 北京 ：高等教育出版社 ,
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第12期72
2007 ：113-114.
［8］田杰 , 罗科 . 水稻总 DNA 的快速制备［J］. 应用与环境生物学
报 , 2004, 10（2）：143-145.
［9］吴波 , 高丹 , 潘超美 , 等 . 不同方法提取吴茱萸叶片基因组
DNA 和 RNA 的比较［J］. 安徽农业大学学报 , 2012, 39（1）：
111-115.
［10］戴剑 , 洪德林 , 张大栋 , 等 . 一种快速高效的 DNA 提取方法研
究［J］. 麦类作物学报 , 2011, 31（3）：437-442.
［11］李娟 , 江昌俊 , 王朝霞 . 中国茶树初选核心种质遗传多样性的
RAPD 分析［J］. 遗传 , 2005, 27（5）：765-771.
［12］Chen SX, Qi GN, Li H, et al. Rapid establishment of polymerase
chain reaction-restriction fragment length polymorphism（PCR-
RFLP）system for chloroplast DNA in tea［Camellia sinensis（L.）O.
Kuntze］［J］. African Journal of Biotechnology, 2012, 11（33）：
8181-8188.
［13］刘婵 , 王博 , 段青 , 等 . 滇山茶基因组 DNA 不同提取方法效果
比较［J］. 江苏农业科学 , 2011, 6 ：49-50.
［14］Yang CF, Chen BL, Huang CM, et al. Isolation of genomic DNA and
establishment of ISSR reaction system for Camellia crepnelliana
Tutch［J］. Journal of Southern Agriculture, 2011, 42（3）：233-
235.
［15］Lin JK, KudrnaD, Rod AW. Preparation of high molecular weight
（HMW）genomic DNA from tea plant（Camellia sinensis）for
BAC library construction［J］. Journal of Agricultural Science and
Technology, 2009, 3（1）：1-10.
［16］ 谭晓风 , 漆龙霖 , 黄晓光 , 等 . 山茶属植物叶片 DNA 抽提［J］.
中南林学院学报 , 1999（4）：75-77.
［17］倪穗 , 田敏 , 李纪元 . 红山茶高质量基因组 DNA 的提取［J］.
宁波大学学报 , 2007, 20 ：163-167.
［18］林立 , 倪穗 , 李纪元 , 等 . 中日 5 个岛屿山茶种群遗传多样性
研究［J］. 广西植物 , 2012, 32（3）：298-303.
［19］周阿涛 , 岳亮亮 , 李旻 , 等 . 云南山茶（Camellia reticulata）
nrDNA nrDNA ITS 序 列 多 态 性 分 析［J］. 植 物 科 学 学 报 ,
2013, 31（1）：1-10.
［20］骆文华 , 黄仕训 , 马虎生 , 等 . 广西火桐基因组 DNA 提取方法
的研究［J］. 湖北农业科学 , 2013, 52（20）：5060-5062.
［21］代文娟 , 唐文秀 , 邓涛 , 等 . 狭叶坡垒基因组总 DNA 的提取和
纯化方法研究［J］. 生物技术通报 , 2011（7）：101-105.
（责任编辑 狄艳红）