全 文 ：第26卷 第8期
2014年8月
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
Vol. 26, No. 8
Aug., 2014
文章编号：1004-0374(2014)08-0866-08
DOI: 10.13376/j.cbls/2014124
收稿日期：2013-11-20； 修回日期：2014-03-28
基金项目：国家自然科学基金项目(81360102)；云
南省应用基础研究计划项目内设研究机构科研项
目(2009NS006)；人力资源和社会保障部资助项目
([2009]416)；云南省卫生厅人才培养计划项目(D-
201203 )
*通信作者：E-mail: ts902@126.com；Tel: 158088-
23125
微管解聚酶驱动蛋白家族成员KIF2A研究进展
周　浩1,2，沈　涛1*
(1 云南省第一人民医院临床基础医学研究所，云南省临床分子生物学中心，云南省出生缺陷
与遗传病重点实验室，昆明 650032；2 昆明理工大学生命科学院，昆明 650504)
摘　要：驱动蛋白家族成员 2A (KIF2A)是一种能够与微管相互作用的蛋白，它参与了细胞内物质运输、细
胞迁移、细胞形态改变，以及有丝分裂细胞纺锤体动力学等重要的细胞活动。近年来研究发现，KIF2A凭
借其独特的微管解聚能力，对神经元中神经突的生长以及细胞有丝分裂中染色体的运动起着重要的调节作
用。将主要对 KIF2A在脊椎动物神经元发育和细胞有丝分裂中所行使的作用和功能进行综述。
关键词：KIF2A；微管；神经元发育；有丝分裂
中图分类号：Q253; Q28 文献标志码：A
Advance in research of microtubule depolymerase
kinesin family member KIF2A
ZHOU Hao1,2, SHEN Tao1*
(1 Provincial Key Laboratory for Birth Defects and Genetic Diseases, Institute of Clinic and Basic Medical Sciences,
Center of Clinical Molecular Biology, The First People’s Hospital of Yunnan Province, Kunming 650032, China;
2 College of Life Science, Kunming University of Science and Technology, Kunming 650504, China)
Abstract: Through interactions with microtubules, the kinesin-like family member 2A (KIF2A) participates in cell
activity, such as transport of various intracellular material, cell migration, cell morphological changes and mitotic
spindle microtubules dynamics. Recent studies have found that KIF2A plays significant roles in neurite growth and
chromosome movement during mitosis by disassembling microtubules. In this article, we reviewed its particular
functions during the neuronal development and mitosis in vertebrates.
Key words: KIF2A; microtubules; neuronal development; mitosis
驱动蛋白作为一种具有 ATP酶活性的微管马
达蛋白于 1985年在神经元轴突中首次被发现，当
时被描述为快轴突运输蛋白 [1-2]。10年后，研究者
们用 X射线结晶学确定了人和鼠驱动蛋白的酶促活
性区域的空间结构 [3-5]。该结构域在 1997年被清楚
地揭晓之后，关于驱动蛋白结构的蛋白质数据库资
料在短时间内剧增。同时，驱动蛋白家族于 2004
年被重新定义为拥有 14个家族成员，且包括了具
有各种不同功能的驱动蛋白相关蛋白超家族 [6]。到
目前发现大约有 60多种分别来自 9个驱动蛋白家
族的驱动蛋白含有催化活性的马达结构域，其来源
有植物、哺乳动物、真菌等 [7]。近 10年来，随着
X射线结晶学和低温电镜技术的发展，驱动蛋白的
空间分子结构得到了更为准确的阐明，并且对它们
所行使功能的机制也有了更多地了解 [8-10]。随着对
微管动力学研究和认识的加深，一些与微管相互作
用的蛋白功能也随之被发现，如驱动蛋白 -13家族
成员 KIF2A，这个具有解聚酶催化活性的驱动蛋白
周　浩，等：微管解聚酶驱动蛋白家族成员KIF2A研究进展第8期 867
能够与微管末端结合并解聚微管，调节与微管相关
的如细胞形态学发生、有丝分裂等重要的生命过程。
本文将对驱动蛋白 KIF2A的研究进展，特别是其
在脊椎动物神经元形态发生以及细胞有丝分裂过程
中扮演的重要角色进行综述。
1　驱动蛋白的结构以及对微管的解聚机制
驱动蛋白是由驱动蛋白单体组成的多聚体，最
典型的驱动蛋白包括两条重链 (KHC)和两条轻链
(KLC)。用低角度旋转投影 (low angle rotary shadowing)
电子显微镜技术观察发现：驱动蛋白通常是一条长
80 nm的杆状结构，其中一端是驱动蛋白的头部
(heads)，由 2个直径 10 nm的球状结构组成；另一
端是呈扇形的尾部 (fan like end)；连接头部和尾部
的铰链区呈杆状，是驱动蛋白的颈部 (stalk domain)
(图 1 [11])。球状头部的 ATP结合区域被称作马达结
构域，该结构域具有富含 α和 β二级结构的 ATP结
合位点和微管结合位点，驱动蛋白的颈部区域较柔
韧，能够改变自身的运动方向，尾部负责识别和运
载膜状细胞器或其他分子货物 [12]。按照马达结构域
所在蛋白质上的位置，研究者们分别将该区域位于
或靠近蛋白质 N末端的驱动蛋白命名为 N型驱动
蛋白，位于 C末端的驱动蛋白命名为 C型驱动蛋白，
位于蛋白质中部的命名为M型驱动蛋白 (图 2 [10])。
当马达结构域位于驱动蛋白分子 N端或 C端时，
驱动蛋白能够介导细胞内分子货物的运输；当马达
结构位于驱动蛋白分子中间位置时，驱动蛋白具
有微管解聚酶的活性，发挥对微管的解聚作用 [9]。
微管是由微管蛋白亚基组装而成的，每个微管
蛋白亚基都是由 2个非常相似的球状蛋白 (α-微管
蛋白和 β-微管蛋白 )结合而成的异二聚体，这种 α-β
二聚体是微管组装的基本结构单位。在 α-微管蛋
白和 β-微管蛋白上都有一个 GTP结合位点，只有 β-
微管蛋白上的 GTP会被水解成 GDP，结合 GDP后
的 α-β二聚体与微管末端亲和性较小，容易从微管的
末端脱落而使微管解聚 [12]。驱动蛋白 -13 (kinesin-13)
红色球状部位表示驱动蛋白的头部，蓝色球状部位表示驱动蛋白的尾部(图右)，黑白底色图中的分子结构是用低角度旋转投
影(low angle rotary shadowing)电子显微镜观察到的结果。
图1 典型的驱动蛋白分子结构模型[11]
图2 人和鼠部分驱动蛋白马达结构域以及卷曲螺旋在驱动蛋白上的位置[10]
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属于 M型驱动蛋白，其家族在小鼠和人类中有
KIF2A、KIF2B、KIF2C、KIF24等 4个成员 [10]。典
型成员，如 KIF2C，也叫有丝分裂着丝粒相关驱动
蛋白 (mitotic centromere associated kinesin, MCAK)，
通过使微管解聚来调节微管运动 (图 3 [13-14])。MCAK
利用一种似乎简单的扩散机制与微管晶格 (微管 α-β
二聚体组成的微管结构 )微弱地结合，通过 ATP水
解提供的能量使微管末端 β-微管蛋白上 GTP位点
水解形成 GDP，此时 α-β二聚体因构象发生变化而
使微管末端在空间上产生额外的弯曲，导致微管末
端变得不稳定而触发解聚 [15]。驱动蛋白 -13家族成
员正是依靠此种特殊的微管解聚能力来调节一些
重要的生命活动，下面就来介绍一下该家族成员
KIF2A在神经元发育和有丝分裂过程中所行使的功
能与作用。
2　驱动蛋白KIF2A与神经元发育
2.1　KIF2A调节神经元的正常发育
Noda等 [16]在 1995年通过 PCR技术在小鼠的
脑部发现了驱动蛋白 KIF2A，并将其定义为一种可
在轴突中快速顺向运输特定膜结构小泡的驱动蛋
白。2003年，Homma等 [17]利用启动子捕获技术构
建了 Kif2a-/-基因敲除的小鼠，这些小鼠的脑部显示
脑室扩大，神经核团下橄榄核丢失，海马体、大脑
皮层、小脑这几个部位片层结构缺陷，并且出生 1
d后就死亡。接着研究发现，在 Kif2a-/-的小鼠脑部
会产生轴突分支异常的扩张 (图 4)，这些异常生长
的轴突分支会使神经元的正常迁移受阻，这似乎可
以解释一些在小鼠中观测到的表型特征，如早死、
不会吮吸母乳等。2003年，Maor-Nof等 [18]通过小
鼠胚胎神经系统发育的实验发现了 KIF2A在感觉
神经元轴突分布中所行使的重要作用。KIF2A的存
在与否对于由神经生长因子 (nerve growth factor,
NGF)介导的感觉神经元轴突的生长没有造成显著
影响，但对感觉神经分布却有重要的影响。KIF2A
通过对感觉神经元轴突进行修剪，消除不必要的轴
突，保证形成正常的神经通路和分布，以维持神经
系统的正常发育。因此，KIF2A利用其微管解聚的
功能，对小鼠脑部神经元轴突分支和感觉神经轴突
进行修剪来抑制轴突的异常生长，从而调节神经元
的正常发育。
2.2　KIF2A调控神经元的发育依赖于其他因子的作用
KIF2A能依靠其解聚微管的特殊能力调控神经
元的发育。不仅如此，KIF2A对神经元发育的调控
还依赖于其他因子与之相互作用。KIF2A在细胞质
的积累对于由 NGF介导的神经突 (轴突或树突 )的
正常生长是非常重要的，而 KIF2A在细胞质的积
累依赖于其早期在细胞核区域与其他因子的相互作
(1) 微管及微管蛋白的缺失会限制ATP的解离，因此MCAK-ATP复合体需要微管的参与才能发挥作用(绿色三角代表MCAK)；
(2) ATP-MCAK紧紧地结合在微管晶格处，微管晶格能够刺激ATP水解为ADP，水解后的ADP-MCAK复合体(或ADP-Pi-
MCAK复合体)与微管晶格结合力减弱；(3) MCAK通过扩散机制到达微管末端的微管晶格处；(4) 微管末端促进ATP取代
ADP，形成ATP-MCAK复合体紧紧地结合在微管末端；(5) 紧密结合的ATP-MCAK复合体与微管α-β二聚体一起作用可引起微
管末端弯曲变形从而促发解聚，并使复合体与微管α-β二聚体从微管上解离，此时β-微管蛋白GTP结合位点上的GTP已经被水
解成了GDP；(6) ATP的水解“关闭”了复合体与微管α-β二聚体的紧密结合状态，促使MCAK与微管α-β二聚体的分离，形成
ADP-MCAK复合体；(7) 在ATP富集的环境下，ATP可取代ADP而重新形成ATP-MCAK复合体；(8) 微管α-β二聚体的原子结
构模型。
图3 与MCAK相关的ATP循环周期及微管解聚活性示意图[13-14]
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用。目前研究已知 p53作为神经突生长的所需因子，
其介导的通路受损会导致疾病发生。按照此原理，
Sun等 [19]分别在大鼠原代海马神经元和 PC12细胞
系中利用 p53的抑制子 PFT-α和 p53的变异体 p53-
R273H来使神经突发生的通路受阻，该研究组在此
受损通路中发现了在大脑内普遍表达的一种叫 A2A
腺苷酸受体 (A2A adenosine receptor, A2AR)的蛋白质，
它通过与 KIF2A、转位蛋白相关蛋白 X (translin-
associated protein X, TRAX)等共同作用，能够恢复
由 NGF介导的 p53通路受损后神经突的生长。
KIF2A在细胞质的定位依赖于其早期在细胞核区域
与 TRAX的相互作用，当抑制子 PFT-α作用使 p53
通路受损后，原本在细胞核区域的 TRAX就会转移
到细胞质区域，使之不能和细胞核区域的 KIF2A
相互作用，导致 KIF2A从细胞核到细胞质转移的
过程受阻；但当 A2AR活化时，TRAX可以从细胞
质重新回到细胞核区域与 KIF2A相互作用，使
KIF2A随后能够顺利完成由细胞核到细胞质的转
移，促进神经突正常生长。可见 KIF2A在细胞中
的定位依赖于与其他因子的相互作用，当 KIF2A
准确定位到合适位置时，才能够发挥调节神经突发
育的功能。
这些相关因子除了能帮助 KIF2A在神经元内
定位之外，还可以促进 KIF2A对神经元微管的解聚。
Noda等 [20]在磷脂酰肌醇 4-磷酸 5-激酶 (PIPK)家
族对神经突发育的研究中发现了磷脂酰肌醇 4-磷
酸 5-激酶 α (PIPKα)能够与 KIF2A相互作用，并发
现 PIPKα可以促进 KIF2A对微管的解聚。该研究
小组利用免疫共沉淀技术发现 PIPK家族中仅
PIPKα与 KIF2A特异性结合，而其他成员，如 PIPKγ
与KIF2A无特异性结合。进一步进行体外实验发现，
PIPKα与 KIF2A的颈部和 N末端部分有直接的相
互作用，可见 PIPKα是通过与 KIF2A特定部位结
合的方式间接地改变微管动力学。另外，该研究小
组利用基因敲除及 RNA干扰的方法分别构建
Kif2a−/−和 PIPKα缺失的背景细胞系，发现在 Kif2a−/−
神经细胞中，与野生型 (正常 )神经元细胞相比，
PIPKα的过表达和不表达都不能改变微管的动力
学，提示 PIPKα并不是直接地解聚微管，而是通过
促进 KIF2A对微管的解聚来调节神经突的长度。因
此，KIF2A在哺乳动物神经元的发育中，通过与相
关因子相互作用的方式调节微管动力学，促使神经
突正常发育，以便形成完整的神经通路来保障动物
体正常存活。
3　KIF2A与细胞有丝分裂
3.1　KIF2A对于分裂细胞双极纺锤体的形成是必需的
近年来，随着对细胞周期中细胞分裂相关因子
研究的日益加深，KIF2A作为纺锤体微管相关蛋白
对细胞分裂过程中纺锤体动力学以及染色体运动所
起到的重要作用也受到关注。Ganem和 Compton [21]
用免疫印记的方法分别在人宫颈癌细胞 (HeLa)、仓
鼠卵巢细胞 (仓鼠 CHO)、青蛙肾细胞 (青蛙 A6)
等脊椎动物细胞系中发现了 KIF2A，并在人胰腺癌
细胞系 (CFPAC-1)中观察到 KIF2A在细胞有丝分
裂间期定位于中心体上，后期和末期集中于纺锤体
的两极，同时还存在于分裂细胞的中间体上 (图 5)。
细胞在分裂的过程中形成双极纺锤体结构对于分裂
周期中姐妹染色体准确地配对以及向细胞两极运动
是极其重要的。利用 RNA干扰技术将 KIF2A特异
A：KIF2A正常表达时海马神经元的发育情况(Kif2a+/+ )；B：KIF2A被敲除时海马神经元的发育情况(Kif2a-/-)，当KIF2A被敲
除之后，神经元分支的数量较正常组(A图)多，神经元分支的长度也较正常组长。
图4 海马神经元细胞系中神经元分支的发育情况[17]
生命科学 第26卷870
性干扰 RNA转染到人骨肉瘤细胞 (U2OS)系中发
现：超过 90%的 U2OS有丝分裂细胞形成了单极
纺锤体结构；而用 KIF2A非特异性 RNA干扰之后，
几乎所有该细胞系有丝分裂细胞都形成了双极纺锤
体结构，提示 KIF2A对双极纺锤体的形成是必需的。
同时，体外实验研究发现，KIF2A和 kinesin-13家
族另外一名成员MCAK在有丝分裂细胞形成双极
纺锤体及染色体向极运动的过程中存在着奇妙的联
系，并推测了两者在空间上对应的位置，即MACK
作为微管正末端调节蛋白位于染色体的着丝粒部
位，KIF2A作为微管负末端调节蛋白位于极点，它
们共同调节细胞分裂期染色体的运动。结合
Manning等 [22]的发现，在有丝分裂细胞中，KIF2A
与向极流动力相互配合使纺锤体极点区域微管负末
端解聚，而且 KIF2A对微管的解聚作用也为细胞
分裂后期染色体的向极运动提供了一部分动力支
持。Gaetz和 Kapoor[23]在研究动力蛋白 (dynein)和
微管交联蛋白 NuMA (nuclear mitotic apparatus protein)
如何调节有丝分裂纺锤体长度的过程中也验证了
KIF2A在纺锤体极点通过对纺锤体微管的解聚提供
部分向极流动力。有报道称杀虫剂敌敌畏 (Dichlorvos)
通过干扰 KIF2A的定位，诱导分裂细胞纺锤体严
重畸变以及单极纺锤体和致密染色质的产生来杀灭
害虫 [24]。敌敌畏能使分裂中期的细胞两极中心体处
的 KIF2A解离下来，造成中心体处微管的解聚效
率大幅度降低，此时，中心体处与着丝粒处的向极
流动力动态平衡被打破，着丝粒处产生的拉力使两
极原本分离的中心体相互靠近，导致纺锤体瓦解或
形成单极纺锤体，从而阻止细胞分裂的正常进行。
总的来讲，在有丝分裂中，染色体的运动是依靠纺
锤体微管的装配介导的，染色体的联会与分离则是
依靠微管相关蛋白控制微管的动力学提供驱动力支
持，在此期间，KIF2A和其他微管相关蛋白共同参
与细胞分裂周期中双极纺锤体的形成而形成向极流
动力，这为细胞分裂周期中染色体正确联会以及分
配到两极提供了重要的保障。
3.2　KIF2A与分裂相关因子相互作用调节有丝分裂
细胞内纺锤体动力学
在有丝分裂的过程中，KIF2A能够与一些分裂
相关因子相互作用共同调节纺锤体动力学。Jang
等 [25]为了确认一些对纺锤体动力学和染色体运动
有调节作用的因子，通过基因图谱分析技术，筛选
出了一些参与有丝分裂的候补因子，并通过用特异
性小 RNA干扰筛选技术对这些候补因子的基因进
行功能分析，鉴定DDA3 (differential display and activated
by p53)是一个有丝分裂纺锤体的调节因子。进一
步研究发现，DDA3对分裂细胞纺锤体微管的调节
主要依靠与 KIF2A直接作用，并募集 KIF2A到纺
锤体极点和纺锤体 (图 6)，于是推测 DDA3作为
KIF2A的上游因子，通过募集 KIF2A来间接调控
纺锤体的动力学。2009年，Jang与 Fang[26]通过构
建谷胱甘肽S-转移酶 -DDA3 (glutathione S-transferase-
DDA3, GST-DDA3)和绿色荧光蛋白 -DDA3 (green
fluorescent protein-DDA3, GFP- DDA3)分别对 DDA3-C
端和 DDA3-N端与 KIF2A相互作用进行分析，发
现 KIF2A特异性地与 DDA3的 C端相互作用，而
与 DDA3的 N端作用微弱，并且 DDA3的缺失使
极点处 KIF2A信号减弱，纺锤体微管的数量增加，
提示 DDA3与 KIF2A相互作用能从调节有丝分裂
纺锤体微管的数量、组装方式的层面上来调节纺锤
体的动力学。还有研究观察到在非洲爪蟾 (Xenopus
laevis)胚胎发育过程中，KIF2A与其他细胞因子共
同调节纺锤体的尺寸，以适应卵裂过程中分裂细胞
体积的变化 [27]。非洲爪蟾受精卵在卵裂第三期 (4
个细胞 )到卵裂第八期 (约 4 000个细胞 )的过程中，
细胞形态，尤其细胞的体积不断变小，细胞内纺锤
体的尺寸也变小。研究者们发现了负责细胞内分子
货物从胞质到核质之间运输的转运蛋白 importin β
的适配体 importin α能够调节 KIF2A在卵裂细胞内
的浓度。在卵裂开始时，胞质中 importin α中浓度
较高，能直接与胞质中 KIF2A接触而阻止 KIF2A
在极点处与微管结合，通过抑制 KIF2A对微管的
解聚使纺锤体尺寸较大以适应卵裂初期较大的细胞
体积；然而，随着卵裂的进行，胞质中的 importin
α逐渐转移到胞膜上，胞质中 importin α的减少使
KIF2A与极点纺锤体处微管作用的机会增加，并加
速了纺锤体的解聚，从而使纺锤体的尺寸变小以适
应卵裂后变小的细胞体积。由此可见，有丝分裂细
胞中，在调节纺锤体尺寸的动力学方面也需要
KIF2A和相关因子共同参与，以维持细胞有丝分裂
正常进行。
3.3　KIF2A的磷酸化对细胞有丝分裂的影响
最近研究发现，KIF2A在有丝分裂的过程中通
过与其他相关因子相互作用发生磷酸化反应来调节
其微管解聚能力，通过此种方式给予了纺锤体微管
在不同时空下的稳定性，适应了有丝分裂过程中纺
锤体长度的变化以及来自两级纺锤体的正常对接，
使染色体能够正常地分离，保障了细胞有丝分裂的
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顺利完成。Jang等 [28]发现极光激酶 A (Aurora A)
能在有丝分裂的整个过程中调节 KIF2A的定位以
及纺锤体微管的密度。被 Aurora A磷酸化后的
KIF2A对微管亲和力以及解聚能力都降低，提示
Aurora A通过促使 KIF2A从纺锤体微管解离来抑
制其解聚微管的能力。该研究组还发现，在细胞分
裂前、中期，KIF2A的一个上游激活因子 Polo样
激酶 1 (polo-like kinase 1, Plk1)与 KIF2A共定位在
中心体处。Plk1通过磷酸化 KIF2A来增强 KIF2A
的解聚活性，并募集 KIF2A到纺锤体和纺锤体极
点处使其发挥解聚作用。上述研究提示，在 KIF2A
和微管锚定到中心体之前，Aurora A磷酸化 KIF2A
并抑制其微管解聚功能，通过此种对 KIF2A的调
节使微管负末端变稳定而不易被解聚，促进了微管
的生长和纺锤体的组装。然而，一旦微管负末端合
并到纺锤体极点，极点中心体处 Plk1就与 KIF2A
结合，帮助 KIF2A定位到纺锤体极点处并磷酸化
激活 KIF2A的微管解聚酶活性。因此，Aurora A
和 Plk1在不同时空给予了微管不同的稳定性，保
障纺锤体微管在细胞分裂时能够与染色体建立纽带
关系，使有丝分裂正常进行。2013年，Uehara 等 [29]
研究发现，KIF2A能够依靠极光激酶 B (Aurora B)
的磷酸化作用调节其在纺锤体中央区的分布水平。
Li等 [30]研究发现一种微 RNA-183 (miR-183)能够
通过调控 Aurora A、Aurora B间接调控 KIF2A，从
而影响纺锤体的动力学，这些过程可能都离不开
KIF2A的磷酸化反应。
此外，Knowlton等 [31]从分子水平探讨了 KIF2A
解聚酶的活性是如何维持的。该研究组发现了一种
叫着丝粒中心蛋白同源物 I刺激因子 (inner centromere
Kin-I stimulator, ICIS)的作用因子，ICIS刺激相关
解聚酶MCAK，能恢复被 Aurora B磷酸化所抑制
的 KIF2A解聚功能。ICIS的 N端能与 Aurora B及
A：HeLa细胞系。正常组(siControl组)细胞中DDA3能募
集KIF2A到纺锤体极点和纺锤体处；当DDA3被抑制时
(siDDA3-A组)，细胞中KIF2A荧光强度降低，并且位置发
生了变化。B：KIF2A蛋白的荧光强度由siControl组标准化
和量化，siDDA3-A组细胞中KIF2A蛋白的表达量显著低于
siControl组。
图6 DDA3募集KIF2A到纺锤体和纺锤体极点处[25]
A：CFPAC-1细胞分裂间期，KIF2A定位在间期细胞核的中心体区域。B：CFPAC-1细胞分裂前期，KIF2A定位在细胞质的中
心体区域。C：CFPAC-1细胞分裂中期，KIF2A定位在细胞纺锤体以及纺锤体两极的中心体区域。D：CFPAC-1细胞分裂后
期，KIF2A定位在纺锤体、纺锤体两极的中心体，以及赤道板平面分裂沟的中间体上。
图5 KIF2A (红色荧光)、DNA (蓝色荧光)、纺锤体微管(绿色荧光)分别在人胰腺癌细胞(CFPAC-1)分裂间期、前
期、中期、后期中的分布情况[21]
生命科学 第26卷872
其调节子 INCENP、TD60接触，中部结构域能与
MCAK、KIF2A和微管接触，并通过与染色体乘客
复合体 (chromosomal passenger complex, CPC)相互作
用来调节 KIF2A的解聚酶活性。KIF2A通过与 ICIS
直接接触，恢复了被 Aurora B磷酸化抑制后的活性，
由此推论 KIF2A的解聚酶活性可以通过与一些具
有支架功能的作用因子，如 ICIS相互接触被重新
激活，而不是与这些因子发生去磷酸化反应恢复其
解聚酶活性。
4　KIF2A在相关疾病中的研究
基于 KIF2A在细胞有丝分裂以及神经系统发
育中所扮演的重要角色，研究者们探讨了 KIF2A
在一些相关疾病中的表达情况。Wang等 [32-33]发现
在口舌鳞状癌细胞 (squamous cells carcinoma of the
oral tongue, SCCOT)内过量表达KIF2A可能与 SCCOT
的恶化、迁移和增殖有关。研究显示，在口舌鳞状
癌细胞中，KIF2A的表达量要高于其癌旁组织；另
外，淋巴结中具转移能力的口舌鳞状癌细胞中
KIF2A的表达比癌灶内未转移的口舌鳞状癌组织中
的细胞要高。这说明 KIF2A的表达量的高低与口
舌鳞状癌的恶化程度相关。接着研究小组用 siRNA
抑制 KIF2A的表达后观测到 SCCOT中 Tca8113细
胞的迁移能力减弱，之后用同样的方式抑制 KIF2A
的表达，发现 Tca8113细胞的增殖能力显著降低，
提示 KIF2A可能在 SCCOT恶性肿瘤的迁移和增殖
过程中起重要作用。2014年，Wang等 [34]研究发现，
KIF2A在 Tca8113细胞中表达的变化会影响磷脂酰
肌醇 -3激酶 (phosphatidylinositol 3-kinase, PI3K)/蛋
白激酶 B (protein kinase B, Akt)信号通路。降低或
抑制 KIF2A 在 Tca8113 细胞内的表达，会造成
Tca8113细胞内 PI3K、Akt、B淋巴细胞瘤 -2 (B-cell
lymphoma 2, Bcl-2)表达水平降低，而且能诱导
Tca8113细胞凋亡，表明 KIF2A的表达缺失可能会
导致 SCCOT内特定信号通路发生改变而诱发肿瘤
细胞凋亡。另外，一些基因的突变会造成脑部皮质
发育畸型，从而产生诸如癫痫、发育迟缓等一系列
临床症状 [35-36]。在有丝分裂后的神经细胞中，KIF2A
特异核苷酸位点发生突变后与 ATP水解位点的亲和
力剧烈下降，导致 KIF2A对微管的解聚能力大幅
度降低，对神经元发育的调节能力大大减弱，从而
使人的神经系统发育异常而产生如头小畸型、胼胝
体的小脑或脑干发育不全的症状 [37]。
5　结语
近年来关于 KIF2A的报道不多，但研究结果
显示 KIF2A在脊椎动物细胞有丝分裂以及神经元
的发育等过程中扮演着极其重要的角色。在脊椎动
物神经元中，KIF2A通过抑制神经突和生长锥的异
常生长来保护神经系统的发育，且通过与其他微管
相关蛋白及辅助因子相互作用共同调节分裂细胞纺
锤体微管动力学的方式使细胞增殖有条不紊的进
行。随着人们对细胞内微管解聚功能认识的不断加
深，KIF2A作为一个具有代表性的微管解聚蛋白在
生命科学的研究中日益受到重视。KIF2A在小鼠睾
丸生殖细胞中表达 [38]，而且近期本课题组在人类精
液中也发现了 KIF2A mRNA的表达，并根据实验
结果推测 KIF2A在精子生成及其生理功能的维持
方面具有潜在的作用 [39]。因此，驱动蛋白 KIF2A
在生命过程中的作用及相应机制将会是一个值得深
入探究的课题。
[参　考　文　献]
[1] Vale RD, Reese TS, Sheetz MP. Identification of a novel
force-generating protein, kinesin, involved in microtubule-
based motility. Cell, 1985, 42(1): 39-50
[2] Brady ST. A novel brain ATPase with properties expected
for the fast axonal transport motor. Nature, 1985,
317(6032): 73-5
[3] Kozielski F, De Bonis S, Burmeister WP, et al. The crystal
structure of the minus-end-directed microtubule motor
protein ncd reveals variable dimer conformations.
Structure, 1999, 7(11): 1407-16
[4] Kull FJ, Sablin EP, Lau R, et al. Crystal structure of the
kinesin motor domain reveals a structural similarity to
myosin. Nature, 1996, 380(6574): 550-5
[5] Sack S, Müller J, Marx A, et al. X-ray structure of motor
and neck domains from rat brain kinesin. Biochemistry,
1997, 36(51): 16155-65
[6] Lawrence CJ, Dawe RK, Christie KR, et al. A standardized
kinesin nomenclature. J Cell Biol, 2004, 167(1): 19-22
[7] Dagenbach EM, Endow SA. A new kinesin tree. J Cell
Sci, 2004, 117(Pt 1): 3-7
[8] Kikkawa M. The role of microtubules in processive
kinesin movement. Trends Cell Biol, 2008, 18(3): 128-35
[9] 翟中和, 丁明孝. 细胞生物学[M]. 北京: 高等教育出版
社, 2007
[10] Hirokawa N, Noda Y. Intracellular transport and kinesin
superfamily proteins, KIFs: structure, function, and
dynamics. Physiol Rev, 2008, 88(3): 1089-118
[11] Hirokawa N. From electron microscopy to molecular cell
biology, molecular genetics and structural biology:
intracellular transport and kinesin superfamily proteins,
周　浩，等：微管解聚酶驱动蛋白家族成员KIF2A研究进展第8期 873
KIFs: genes, structure, dynamics and functions. J Electron
Microsc: Tokyo, 2011, 60 (Suppl 1): S63-92
[12] Hirokawa N, Takemura R. Kinesin superfamily proteins
and their various functions and dynamics. Exp Cell Res,
2004, 301(1): 50-9
[13] Friel CT, Howard J. The kinesin-13 MCAK has an
unconventional ATPase cycle adapted for microtubule
depolymerization. EMBO J, 2011, 30(19): 3928-39
[14] Howard J, Hyman AA. Dynamics and mechanics of the
microtubule plus end. Nature, 2003, 422(6933): 753-8
[15] Howard J, Hyman AA. Microtubule polymerases and
depolymerases. Curr Opin Cell Biol, 2007, 19(1): 31-5
[16] Noda Y, Sato-Yoshitake R, Satoru Kondo, et al. KIF2 is a
new microtubule-based anterograde motor that transports
membranous organelles distinct from those carried by
kinesin heavy chain or KIF3A/B. J Cell Biol, 1995,
129(1): 157-67
[17] Homma N, Takei Y, Tanaka Y, et al. Kinesin superfamily
protein 2A (KIF2A) functions in suppression of collateral
branch extension. Cell, 2003, 114(2): 229-39
[18] Maor-Nof M, Homma N, Raanan C, et al. Axonal pruning
is actively regulated by the microtubule-destabilizing
protein kinesin superfamily protein 2A. Cell Rep, 2013,
3(4): 971-7
[19] Sun CN, Chuang HC, Wang JY, et al. The A2A adenosine
receptor rescues neuritogenesis impaired by p53 blockage
via KIF2A, a kinesin family member. Dev Neurobiol,
2010, 70(8): 604-21
[20] Noda Y, Niwa S, Homma N, et al. Phosphatidylinositol
4-phosphate 5-kinase α (PIPKα) regulates neuronal
microtubule depolymerase kinesin, KIF2A and suppresses
elongation of axon branches. Proc Natl Acad Sci USA,
2012, 109(5): 1725-30
[21] Ganem NJ, Compton DA. The KinI kinesin Kif2a is
required for bipolar spindle assembly through a functional
relationship with MCAK. J Cell Biol, 2004, 166(4): 473-8
[22] Manning AL, Ganem NJ, Bakhoum SF, et al. The
kinesin-13 proteins Kif2a, Kif2b, and Kif2c/MCAK have
distinct roles during mitosis in human cells. Mol Biol Cell,
2007, 18(8): 2970-9
[23] Gaetz J, Kapoor TM. Dynein/dynactin regulate metaphase
spindle length by targeting depolymerizing activities to
spindle poles. J Cell Biol, 2004, 166(4): 465-71
[24] Fiore M, Mattiuzzo M, Mancuso G, et al. The pesticide
dichlorvos disrupts mitotic division by delocalizing the
kinesin Kif2a from centrosomes. Environ Mol Mutagen,
2013, 54(4): 250-60
[25] Jang CY, Wong J, Coppinger JA, et al. DDA3 recruits
microtubule depolymerase Kif2a to spindle poles and
controls spindle dynamics and mitotic chromosome
movement. J Cell Biol, 2008, 181(2): 255-67
[26] Jang CY, Fang G. The N-terminal domain of DDA3
regulates the spindle-association of the microtubule
depolymerase Kif2a and controls the mitotic function of
DDA3. Cell Cycle, 2009, 8(19): 3165-71
[27] Wilbur JD, Heald R. Mitotic spindle scaling during
Xenopus development by kif2a and importin α. Elife,
2013, 2: e00290
[28] Jang CY, Coppinger JA, Seki A, et al. Plk1 and Aurora A
regulate the depolymerase activity and the cellular
localization of Kif2a. J Cell Sci, 2009, 122(Pt 9): 1334-41
[29] Uehara R, Tsukada Y, Kamasaki T, et al. Aurora B and
Kif2A control microtubule length for assembly of a
functional central spindle during anaphase. J Cell Biol,
2013, 202(4): 623-36
[30] Li G, Luna C, Qiu J, et al. Targeting of integrin β1 and
kinesin 2α by microRNA 183. J Biol Chem, 2010, 285(8):
5461-71
[31] Knowlton AL, Vorozhko VV, Lan W, et al. ICIS and
Aurora B coregulate the microtubule depolymerase Kif2a.
Curr Biol, 2009, 19(9): 758-63
[32] Wang CQ, Qu X, Zhang XY, et al. Overexpression of
Kif2a promotes the progression and metastasis of
squamous cell carcinoma of the oral tongue. Oral Oncol,
2010, 46(1): 65-9
[33] Wang CQ, Li YJ, Wei ZM, et al. Stable gene-silence of
Kif2a synergistic with 5-fluorouracil suppresses oral
tongue squamous cell carcinoma growth in vitro and in
vivo. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol, 2013,
116(1): 49-54
[34] Wang K, Lin C, Wang C, et al. Silencing Kif2a induces
apoptosis in squamous cell carcinoma of the oral tongue
through inhibition of the PI3K/Akt signaling pathway.
Mol Med Rep, 2014, 9(1): 273-8
[35] Pang T, Atefy R, Sheen V. Malformations of cortical
development. Neurologist, 2008, 14(3): 181-91
[36] Saillour Y, Broix L, Bruel-Jungerman E, et al. β tubulin
isoforms are not interchangeable for rescuing impaired
radial migration due to Tubb3 knockdown. Hum Mol
Genet, 2014, 23(6): 1516-26
[37] Poirier K, Lebrun N, Broix L, et al. Mutations in TUBG1,
DYNC1H1, KIF5C and KIF2A cause malformations of
cortical development and microcephaly. Nat Genet, 2013,
45(6): 639-47
[38] Bray JD, Chennathukuzhi VM, Hecht NB. KIF2β: a
kinesin family member enriched in mouse male germ
cells, interacts with translin associated factor-X (TRAX).
Mol Reprod Dev, 2004, 69(4): 387-96
[39] 周浩, 沈涛. 实时定量PCR检测Kif2a mRNA在男性精液
中的表达. 安徽医科大学学报, 2013, 48(11): 1387-90