全 文 ：植物病理学报
ACTA PHYTOPATHOLOGICA SINICA　 42(4): 345-352(2012)
收稿日期: 2011-06-23; 修回日期: 2012-03-08
基金项目: 国家自然科学基金项目(30871627); 科技部国际合作项目(2009DFB30230)
通讯作者: 彭德良,研究员,主要从事植物线虫分子生物学及转基因安全研究; Tel: 010-62815611; E-mail: dlpeng@ ippcaas. cn
第一作者: 彭焕(1983 - ),男,湖南长沙人,博士研究生,主要从事植物线虫致病机理研究, E-mail: foumer@126. com。
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췍专题评述
重要植物寄生线虫内切葡聚糖酶基因研究进展
彭 焕1,2, 彭德良1, 胡先奇2, 黄文坤1, 贺文婷1
( 1中国农业科学院植物保护研究所, 植物病虫害国家重点实验室, 北京 100193;
2云南农业大学农业生物多样性应用技术国家工程研究中心, 昆明 650201)
摘要:在线虫与植物互作的过程中,降解寄主细胞壁是植物线虫成功建立寄生关系的关键环节。 β-1,4-内切葡聚糖酶(β-1,
4-endoglucanase,ENG)是由线虫食道腺细胞产生并由口针分泌、对细胞壁降解起关键作用的酶类之一。 本文对近年来植物
寄生线虫 eng基因的克隆、组织定位、表达分析、基因、编码蛋白的结构功能以及 ENG来源、进化及在线虫与植物互作中的
潜在作用等进行了概述。
关键词:内切葡聚糖酶; 水平基因转移; 植物寄生线虫; 基因克隆; 组织定位
Progress on endoglucanase gene of key plant parasitic nematodes 　 PENG Huan1,2,
PENG De-liang1, HU Xian-qi2, HUANG Wen-kun1, HE Wen-ting1 　 ( 1State Key Laboratory for Biology of Plant
Diseases and Insect Pest,Institute of Plant Protection,Chinese Academy of Agricultural Sciences,Beijing 100193,China; 2The
National Engineering Research Center of Agribiodiversity applied Technologies, Yunnan Agricultural University, Kunming
650201,China)
Abstract: During interaction between the plant and its parasitic nematodes, host plant cell wall degradation is
the key step for plant nematode parasitism. The β-1,4-endoglucanases (ENG),secreted from the esophageal
gland cells of plant parasitic nematodes(PPN), can hydrolyze cellulose that is one of the main components of
plant cell walls. This paper gives a brief review on the major research advances of nematode ENG which in-
clude its gene cloning, tissue localization, expression analysis, gene and protein structure and function analy-
sis, gene evolution based on ENG sequences and the potential role during plant and PPN interactions.
Key words: β-1,4-endoglucanase(ENG); horizontal gene transfer; plant parasitic nematode; gene clone;
tissue localization
中图分类号: S432. 45　 　 　 　 　 文献标识码: A　 　 　 　 　 文章编号: 0412-0914(2012)04-0345-08
　 　 植物寄生线虫是引起植物病害的重要病原物
之一,是影响植物 “寿命”和生长潜能的隐蔽病
害[1],每年造成全世界农作物的产量损失约为
1 250亿美元[2],其中以孢囊线虫 ( Heterodera
spp. )、根结线虫(Meloidogyne spp. )、茎线虫(Di-
tylenchus spp. )等对作物产量和品质影响最严重,
是最具有经济重要性的植物寄生线虫[3]。
目前,植物寄生线虫的致病机制及其与植物的
互作已成为线虫研究领域的热点之一。 植物寄生线
虫食道腺分泌物是致病的主要因素之一,它们由线
虫的食道腺细胞产生并通过口针注入植物细胞体
内,导致取食位点的植物细胞壁降解[4,5]。 起降解作
用的主要是内切葡聚糖酶( endoglucanase)、木聚
糖酶(endoxylanas)、果胶酸裂解酶(pectate lyase)
　
植物病理学报 42 卷
和扩展蛋白(expansin)等,其中内切葡聚糖酶基因
(endoglucanase, eng)是目前研究最为深入的一类
植物线虫寄生基因[6,7]。 本文介绍的植物寄生线
虫内切葡聚糖基因的研究结果和研究进展,将为线
虫寄生基因的研究提供一定参考。
1　 植物寄生线虫内切葡聚糖基因的克隆与
表达定位
1971 年 Deubert和 Rohde 证实植物寄生线虫
能够产生并分泌细胞壁降解酶[8],Smant等[9]从大
豆孢囊线虫(H. glycines)和马铃薯金线虫(Glo-
bodera rostochiensis)中首次分离得到源于线虫的
eng 基因。 目 前, 已 从 孢 囊 线 虫 ( Heterodera
spp. )、球孢囊线虫 (Globodera spp. )、根结线虫
( Meloidogyne spp. )、 短 体 线 虫 ( Pratylenchus
spp. )、香蕉穿孔线虫(Radopholus similis)、茎线虫
(Ditylenchus spp. )、松材线虫(Bursaphelenchus xy-
lophilus)和燕麦真滑刃线虫(Aphelenchus avenae)
等植物寄生线虫中分离出 46 个内切葡聚糖酶基因
(表 1) [9 ~ 27],并对基因的结构功能、表达特性和进
化机制等进行了深入研究。 南方根结线虫(Meloi-
dogyne incognita)和北方根结线虫(M. hapla)全基
因组测序结果表明,在南方根结线虫和北方根结线
虫基因组中分别存在着 21 个和 6 个水解糖苷酶第
五家族(glycosyl hydrolase family 5, GHF5)的 eng
基因[28, 29]。
　 　 Bird 等[30]认为线虫的亚腹食道腺 ( sub-ven-
tral gland, SvG) 产生帮助线虫穿刺寄主植物的纤
维素酶。 Smant等[9]采用原位杂交( in situ hybridi-
zation)技术将 Hg-eng-1 的表达部位定位于线虫的
亚腹食道腺,此后陆续将南方根结线虫[19]、香蕉穿
孔线虫[24]、马铃薯白线虫(G. rostochiensis) [15]和
甜菜孢囊线虫(H. schachtii) [14]的 eng 基因定位
于亚腹食道腺。 Kikuchi 等[17] 认为松材线虫
(B. xylophilus)的亚腹食道腺和背食道腺难以区
分,因而松材线虫的 3 个 eng基因的表达部位定位
于食道腺细胞。 与此同时,Gao 等[31] 和 Huang
等[32]利用显微抽提技术分别构建了大豆孢囊线虫
和南方根结线虫的食道腺特异性文库,从中分别鉴
定出多个 eng基因,进一步证明了线虫 eng 的表达
部位为食道腺细胞。
2　 植物寄生线虫 eng 基因结构及编码蛋
白特点
　 　 已克隆的植物寄生线虫 eng 基因的预测蛋白
属于 2 个不同的家族。 松材线虫的 Bx-ENG-1、Bx-
ENG-2、Bx-ENG-3 属于水解糖苷酶第四十五家族
(GHF45),除此以外的其他植物线虫 ENG 均属于
水解糖苷酶第五家族(GHF5)。 GHF5 家族中的
ENG蛋白结构又可分为两类,一类含有纤维素结
合域 CBMⅡ( cellulose-binding moduleⅡ, CBM
Ⅱ),一类不含有纤维素结合域 CBMⅡ。 根据命名
法则,含有 CBMⅡ的 eng基因命名为 eng-1[如 Gr-
eng-1(AF056110)、Gts-eng-1(AF182392)、Hg-eng-
1 ( AF006052 )、 Hs-eng-1 ( AJ299386 )、 Mi-eng-1
(AF100549 )、 Pp-eng-1 ( AB045780 )、 Rs-eng-1A
( EF693940 )、 Rs-eng-1B ( EF693941 )、 Da-eng-1
( EU180235 )、 Pc-eng-1 ( EU176871 )、 Dd-eng-1a
(HQ123251)、Dd-eng-1b ( FJ430142)],只有南方
根结线虫中的 Mi-eng-3(AY422836)和爪哇根结线
虫(M. javanica)的 Mj-eng-3 (AM231138) 2 个有
CBMⅡ的内切葡聚糖酶基因没有遵循以上命名法
则。 eng基因中 CBMⅡ的有无可能与其生理功能
有关,但目前还没有明确的证据可以证明。 所有的
ENG蛋白均含有信号肽( signal sequences)、催化
结构域 ( catalytic domain, CD )。 在 CBM Ⅱ 和
GHF5 催化结构域间的连接区( linker domain) 的
氨基酸序列在植物线虫 ENG 中不保守,主要分为
两类,一类富含 Ala-lys-ser 残基,另一类富含 Gly-
Ser和 Asp残基,但这种分类不太明显[15]。
3　 植物寄生线虫 eng 基因在不同发育阶
段的表达分析
原位杂交的结果表明植物寄生线虫 eng 基因
在线虫食道腺细胞中表达,但不同的植物寄生线虫
中 eng基因表达的时间和表达的量有明显差异,这
可能说明 eng在线虫寄生过程中可能有不同的作
用。 在香蕉穿孔线虫中,卵阶段只有 Rs-eng-1b 和
Rs-eng-3 基因低量表达,在寄生前 2 龄幼虫( J2)
期,仅 Rs-eng-3 表达;在雌虫阶段,Rs-eng-1a、Rs-
eng-1b、Rs-eng-2 和 Rs-eng-3 四个基因均大量表
达;雄虫阶段,Rs-eng-1b、Rs-eng-2 和 Rs-eng-3 均
表达,但表达量较低[24] 。大豆孢囊线虫Hg-eng-4
643
　
　 4 期 　 　 彭 焕,等:重要植物寄生线虫内切葡聚糖酶基因研究进展
Table 1　 Endoglucanase gene cloned from plant parasitic nematodes
Gene
name
GenBank
accession no.
Nematode
species
Target
tissue
Gene
family
CBMⅡ
Isolation
method
Reference
Hg-eng-1 AF006052 Heterodera glycines SvG GHF5 Y Protein purification [9,10]
Hg-eng-2 AF052734 H. glycines SvG GHF5 N Protein purification [9,10]
Hg-eng-3 AF056048 H. glycines SvG GHF5 N Functional screening [11]
Hg-eng-4 AY325809 H. glycines SvG GHF5 N EST analysis [12]
Hg-eng-5 AF469055 H. glycines SvG GHF5 N EST analysis [13]
Hg-eng-6 AY163572 H. glycines SvG GHF5 N EST analysis [12,13]
Hs-eng-1 AJ299386 H. schachtii SvG GHF5 Y Homologous cloning [14]
Hs-eng-2 AJ299387 H. schachtii SvG GHF5 N Homologous cloning [14]
Gr-eng-1 AF056110 Globodera rostochiensis SvG GHF5 N Protein purification [9,10,15]
Gr-eng-2 AF056111 G. rostochiensis SvG GHF5 N Protein purification [9,10,15]
Gr-eng-3 AF408154 G. rostochiensis SvG GHF5 N Protein purification [9,10,15]
Gr-eng-4 AF408156 G. rostochiensis SvG GHF5 N Protein purification [9,10,15]
Gt-eng-1 AF182392 G. tabacum SvG GHF5 Y Homologous cloning [16]
Gt-eng-2 AF182393 G. tabacum SvG GHF5 N Homologous cloning [16]
Bx-eng-1 AB179541 Bursaphelenchus xylophilus SvG / DG GHF45 / EST analysis [17]
Bx-eng-2 AB179542 B. xylophilus SvG / DG GHF45 / EST analysis [17]
Bx-eng-3 AB179543 B. xylophilus SvG / DG GHF45 / EST analysis [17]
Mi-eng-1 AF100549 Meloidogyne incognita SvG GHF5 Y Homologous cloning [18]
Mi-eng-2 AF323088 M. incognita SvG GHF5 N EST analysis [19]
Mi-eng-2b AF323089 M. incognita SvG GHF5 N EST analysis [19]
Mi-eng-3 AY422836 M. incognita SvG GHF5 Y SSH [20]
Mi-eng-4 AY422837 M. incognita SvG GHF5 / SSH [20]
Mi-eng-5 AF323090 M. incognita SvG GHF5 / EST analysis [19]
Mi-eng-6 AF323091 M. incognita SvG GHF5 / EST analysis [19]
Mi-eng-7 AF323092 M. incognita SvG GHF5 / EST analysis [19]
Mi-eng-8 AF323093 M. incognita SvG GHF5 / EST analysis [19]
Mi-eng-9 AF323094 M. incognita SvG GHF5 / EST analysis [19]
Mi-eng-10 AF323095 M. incognita SvG GHF5 / EST analysis [19]
Mj-eng-1 AF100549 M. javanica / GHF5 N Homologous cloning [18]
Mj-eng-3 AM231138 M. javanica / GHF5 Y Homologous cloning [21]
Pp-eng-1 AB045780 Pratylenchus penetrans / GHF5 Y Homologous cloning [22]
Pp-eng-2 AB045781 P. penetrans / GHF5 N Homologous cloning [22]
Pc-eng-1 EU176871 P. coffeae / GHF5 Y Homologous cloning [23]
Rs-eng-1a EF693940 Radopholus similis SvG GHF5 Y Homologous cloning [24]
Rs-eng-1b EF693941 R. similis SvG GHF5 Y Homologous cloning [24]
Rs-eng-2 EF693942 R. similis SvG GHF5 N Homologous cloning [24]
Rs-eng-3 EF693943 R. similis SvG GHF5 N Homologous cloning [24]
Da-eng-1 EU180235 Ditylenchus africanus / GHF5 Y Homologous cloning [23]
743
　
植物病理学报 42 卷
Continued
Gene
name
GenBank
accession no.
Nematode
species
Target
tissue
Gene
family
CBMⅡ
Isolation
method
Reference
Da-engdel-1 GU139190 D. africanus SvG GHF5 Y Homologous cloning [25]
Da-engdel-2 GU139191 D. africanus SvG GHF5 Y Homologous cloning [25]
Da-engdel-3 GU139192 D. africanus SvG GHF5 Y Homologous cloning [25]
Da-engdel-4 GU139194 D. africanus SvG GHF5 Y Homologous cloning [25]
Dd-eng-1b FJ430142 D. distructor SvG GHF5 Y Homologous cloning [26]
Dd-eng-1a HQ123251 D. distructor SvG GHF5 Y EST analysis NCBI
Dd-eng-2 FJ374266 D. distructor SvG GHF5 N Homologous cloning [26]
Aa-eng-1 ABV54446 Aphelenchus avenae SvG GHF5 N EST analysis [27]
Aa-eng-1 YP678708 A. avenae SvG GHF5 N EST analysis [27]
Note: “ / ”: No report or not find; GHF5: Glycosyl hydrolase family 5; GHF45: Glycosyl hydrolase family 45; SvG:
Sub-ventral gland;DG: Dorsal gland; SSH: Solid-phase subtractive hybridization.
在寄生前的 J2 中表达量很低,在寄生早期的 J2 中
表达水平有所提高,在卵阶段表达水平达到顶峰;
Hg-eng-1 和 Hg-eng-2 主要在卵和寄生早期的 J2
中表达,Hg-eng-5 和 Hg-eng-6 主要在寄生前 J2 中
表达[13]。 烟草孢囊线虫 (G. tabacum)中的 Gt-
eng-1 在寄生前 J2、寄生早期 J2 和雄虫中表达,Gt-
eng-1 和 Gt-eng-2 在 3 龄幼虫( J3)、4 龄幼虫( J4)
和雌成虫阶段均不表达[16]。 南方根结线虫中 Mi-
eng-2 在线虫的各个虫态均表达,在 J2 和雌虫中的
表达量高于雄虫和卵[19]。 非洲茎线虫(D. africa-
nus)中 Da-eng-1 在线虫的 J2 幼虫、雌虫和雄虫中
均大量表达[25]。 eng 基因的表达时间和表达量的
差异说明 eng基因在植物线虫不同发育阶段中发
挥的功能也有很大差异。
4　 植物寄生线虫内切葡聚糖酶基因来源及
进化
目前,普遍推测线虫的 GHF5 家族的 eng 基因
可能是通过基因水平转移( horizontal gene trans-
fer, HGT) 从细菌中获得的[10, 18 ~ 20, 23, 24, 33 ~ 37], 但
目前仍然没有确切的证据注明这一点。 基因水平
转移在植物寄生线虫致病基因的来源及进化过程
中发挥着重要的作用[34, 36, 37]。 Scholl等[35]通过对
根结线虫和松材线虫中 eng的研究认为,只有植物
寄生线虫与基因供体的真菌或细菌有肌体发生接
触,才会为基因水平的转移提供可能。 对根结线虫
寄生基因序列进行分析,推测根瘤菌(Rhizobium)
可能是基因水平转移的供体菌,其主要原因可能是
根结线虫和根瘤菌生活在同一土壤环境中,为基因
水平转移的发生提供了空间;此外它们都与植株有
密切的互作,并具有相似的互作机制 [36,37 ~ 39]。 由
于松材线虫是一种以真菌为食的植物寄生线虫,其
取食真菌的过程中为基因水平转移提供了条件,从
而推测松材线虫中的 3 个 eng 基因可能来自真菌
的基因水平转移[17]。
植物寄生线虫 GHF5 家族的 ENG蛋白结构存
在着差异,有的由信号肽、催化结构域、连接区和纤
维素结合区等结构域组成,有的缺少纤维素结合区
和连接区。 Legder 等[19]根据 ENG 同源性比对和
系统进化的研究推测植物寄生线虫最初的 GHF5
家族祖先基因包含两类,一类基因含有催化区、链
接区和 CBMⅡ结合区,一类不含链接区和 CBMⅡ
结合区。 植物线虫 GHF5 基因家族出现结构多样
性的原因可能是进化过程中,由于基因重组或复制
造成连接区或 CBMⅡ序列片段缺失或获得的结
果。 纤维素结合蛋白 ( cellulose-binding protein,
CBP )来源于植物寄生线虫 eng 基因催化结合域
的缺失。 Haegeman等[25]研究表明植物线虫的 eng
基因整合到基因组过程中出现部分结构域的缺失,
从而形成了 eng基因结构的多样性,出现了纤维素
结合蛋白等独立的基因,同时还出现了 CBM 结构
域转移到扩展蛋白等其他寄生基因的结构中。 在
非洲茎线虫 eng的研究中,获得 1 个 eng 基因和 4
个 eng假基因(pseudo-endoglucanases),序列比对
843
　
　 4 期 　 　 彭 焕,等:重要植物寄生线虫内切葡聚糖酶基因研究进展
发现它们具有高度的同源性。 这 4 个假基因的出
现可能是由于 Da-eng 基因 CBMⅡ结构域的缺失
而造成的。 随着 eng 基因 CBMⅡ结构域的缺失,
部分基因的功能也发生了变化,如非洲茎线虫 Da-
engdel-1 和 Da-engdel-2 在 CMC 平板检测中没有
发现纤维素酶水解活性。
Tina等[23]通过对 11 个植物线虫 eng 基因的
内含子位点分析发现,eng 基因的内含子结构变化
也是 eng基因进化的原因之一,它们在 CBMⅡ和
连接区的缺失和获得中起着重要作用。 他们推测
最初植物寄生线虫 GHF5 的 eng 基因包含催化结
构域和 CBMⅡ结合区,但不含有内含子;在进化过
程中 eng基因通过复制、重组而获得大量内含子;
在进化的特定世代又出现内含子的缺失、获得或移
动,从而导致 CBMⅡ和连接区的缺失和获得。 此
外通过基因复制和重组,上述过程进一步加剧[21],
从而出现了植物寄生线虫 eng基因结构的多态性。
5　 ENG 在植物线虫与寄主互作中的潜在
作用
线虫分泌的 ENG 蛋白表现出纤维素水解活
性,在线虫入侵寄主植株时 eng 基因的表达产
物通过口针分泌到植株体内,表明 eng 基因在
植物线虫寄生过程中可能发挥着重要的作
用 [9, 11, 15 ~ 17, 19, 23,24, 38]。 Wang等[39]应用免疫荧光
杂交 技 术 ( Fluorescence in situ hybridization,
FISH) 检测了大豆孢囊线虫 Hg-ENG-1 和 Hg-
ENG-2 在根内的分布。 结果表明,大豆根组织中
没有 Hg-ENG-1,但在大豆孢囊线虫二龄幼虫侵染
的大豆及其根内移动的通道中均可检测到 Hg-
ENG-2。 以上结果表明,植物寄生线虫 eng 基因编
码的蛋白是通过线虫口针分泌到根组织中,且不同
的 eng基因在线虫入侵寄主植株过程中起的作用
不同。
Chen等[40]利用活体外 RNA 干扰( RNA in-
tereference,RNAi ) 技术对马铃薯金线虫的 eng 基
因进行基因沉默研究,结果表明干扰后的 Gr-eng-
1、Gr-eng-3 和 Gr-eng-4 基因表达水平均降低,同
时接种寄主试验发现,eng 干扰后的马铃薯金线虫
对马铃薯根的侵染能力明显下降。 Bakhetia 等[41]
用 RNAi 技术对 Hg-eng-1 基因进行沉默,接种干
扰后的大豆孢囊线虫的寄主中雌虫数目降低。 同
时发现在干扰后 1 ~ 5 d 内靶标基因表达水平下
调,15 d后靶标基因又恢复到正常表达水平。 Reh-
man等[15]同样利用 RNAi 技术,沉默了马铃薯孢
囊线虫的 4 个 eng基因,结果也显示线虫的侵染力
下降,接种寄主植物后发现侵入到寄主根内的线虫
量下降 67% 。 植物细胞壁是由纤维素、半纤维素、
果胶质层等组成[42]。 已有研究表明,在线虫入侵
寄主植株的过程中并非只有 ENG这一类酶发挥作
用,而是通过纤维素酶、果胶酶、木聚糖酶和扩展蛋
白等共同作用才能对细胞壁进行有效的降解,从而
使线虫顺利地侵入植物体内。 在南方根结线虫基
因组测序完成后,对其序列分析发现根结线虫体内
编码植物细胞壁降解酶类的基因达 81 种之多[29],
植物寄生线虫中其他细胞壁降解酶如 β-1, 3-内切
葡聚糖酶、果胶酸裂解酶、扩展蛋白和木聚糖酶等
的发现进一步证实了线虫入侵过程中细胞壁降解
过程中多种酶的共同作用[43 ~ 50]。
Dropkin[51]认为植物寄生线虫的口针分泌物
可以作为刺激信号,上调寄主植株中 eng基因的表
达。 因此线虫在植株体内移动和口针穿透植物细
胞壁的过程中,ENG 可能发挥着降解植物细胞壁
和调控植物本身 eng基因表达的双重作用。
植物寄生线虫 ENG蛋白的两种结构类型预示
在线虫入侵寄主的过程中,ENG 的作用也可能有
差异。 目前的研究结果表明,CBMⅡ结构能够影
响 ENG对可溶性纤维素的催化效率,而对纤维素
晶体降解则无显著影响[52]。 因此,可以推断在线
虫降解植物细胞壁的过程中不同的基因结构发挥
着不同的作用。 在南方根结线虫、爪哇根结线虫、
大豆孢囊线虫和甜菜孢囊线虫中发现了纤维素结
合蛋白[53 ~ 56],它和 ENG 的 CBMⅡ在序列上有高
度的同源性,内含子的位点也非常保守。 目前还没
有研究结果证实 CBP 是否与那些不含 CBMⅡ的
ENG共同作用,但通过 RNAi 和基因表达分析发
现,爪哇根结线虫的 Mj-cbp-1 基因被 RNAi 沉默
后,线虫的侵染率和产卵量均下降 50%以上,证明
CBP蛋白也在植物寄生线虫寄生过程中发挥着重
要作用[54]。
6　 展望
植物寄生线虫寄生基因的研究,对于了解线虫
的寄生机制和寄生过程有着重要作用。 eng 是目
943
　
植物病理学报 42 卷
前研究较为深入的线虫寄生基因之一,但其与植物
互作过程中,eng 的表达调控、多个 eng 之间、eng
和其他寄生基因间的协同作用,尚待深入研究。 随
着植物线虫基因组测序工作的完成及 RNAi 手段
的不断完善,人类对于植物线虫的寄生机制和寄生
过程将有一个更加清楚的认识,将为植物寄生线虫
的防治开创新的局面。
参考文献
[1] 　 Sasser J N. Plant-parasitic nematodes: the farmer’ s
hidden enemy [M] . Department of plant Pathology,
North Carolina State University, 1989, 115.
[2] 　 Chitwood D J. Research on plant-parasitic nematode
biology conducted by the United States department of
agriculture- agricultural research service [ J ] . Pest
Management Science, 2003, 59: 748 -753.
[3] 　 Davis E L, Hussey R S, Baum T J. Getting to the
roots of parasitism by nematodes [J] . Trends in Para-
sitology, 2004, 20(3): 134 -141.
[4] 　 Peng D L, Zhen J W, Wang F H. Advanceed on para-
sitism gene of Bursaphelenchus xylophilus[A] . Liao J
L, Peng D L, Zheng J W. Nematology Research in
China( in chinese) [M] . Beijing: China Agricultural
Scientech Press (北京:中国农业科学技术出版社),
2006,1:310 -312.
[5] 　 Peng D L, Zhen J W, Liao J L. Advanced on putative
patasitim genes of plant-parasitic nematodes and pro-
spective[A] . Peng Y L. Proceedings of the Annual
Meeting of Chinese Society for Plant Pathology( in chi-
nese) [M ] . Beijing: China Agricultural Scientech
Press(北京:中国农业科技出版社),2006, 1: 221 -
229.
[6] 　 Hussey R S, Davis E L, Thomas J, et al. Secrets in
secretions: genes that control nematode parasitism of
plants [ J ] . Brazilian Journal of Plant Physiology,
2002, 14 (3): 183 -194.
[7] 　 Davis E L, Baum T J, Bakker J, et al. Nematode par-
asitism genes[J] . Annual Review of Phytopathology,
2000, 38: 365 -396.
[8] 　 Deubert K H, Rohde R A. Nematode enzymes[A] .
Zuckerman M, Mai W F, Rohde R A. Plant Parasitic
Nematodes, Vol. 2B [M] . New York: Academic
Press, 1971, 73 -90.
[9] 　 Smant G, Stokkermans J P W G, Yan Y T, et al. En-
dogenous cellulases in animals: isolation of β-1,4-en-
doglucanase genes from two species of plant-parasitic
cyst nematodes[J] . Proceedings of the National Acad-
emy of Sciences of the United States of America,
1998, 95 (9): 4906 -4911.
[10] Yan Y T, Smant G, Jack S, et al. Genomic organiza-
tion of four β-1,4-endoglucanase genes in plant-para-
sitic cyst nematodes and its evolutionary implications
[J] . Gene, 1998, 220(1): 61 -70.
[11] Yan Y T, Smant G, Davis E L. Functional screening
yields a new β-1,4-endoglucanase gene from Hetero-
dera glycines that may be the product of recent gene
duplication[J] . Molecular Plant-Microbe Interactions,
2001, 14 (1): 63 -71.
[12] Gao B L, Allen R, Maier T, et al. Identification of a
new β-1,4-endoglucanase gene expressed in the esoph-
ageal subventral gland cells of Heterodera glycines
[J] . Journal of Nematology, 2002, 34(1): 12 -15.
[13] Gao B L, Allen R, Davis E L, et al. Developmental
expression and biochemical properties of a β-1, 4-en-
doglucanase family in the soybean cyst nematode, Het-
erodera glycines [ J ] . Molecular Plant Pathology,
2004, 5 (2): 93 -104.
[14] Meutter D J, Vanholme B, Bauw, G, et al. Prepara-
tion and sequencing of secreted proteins from the pha-
ryngeal glands of the plant parasitic nematode Hetero-
dera schachtii[ J] . Molecular Plant Pathology, 2002,
2: 297 -301.
[15] Rehman S, Butterbach P, Popeijus H, et al. Identifi-
cation and characterization of the most abundant cellu-
lases in stylet secretions from Globodera rostochiensis
[J] . Phytopathology, 2009, 99(2):194 -202.
[16] Goellner M, Smant G, Boer J M D, et al. Isolation of
β-1,4-endoglucanase genes from Globodera tabacum
and their expression during parasitism[ J] . Journal of
Nematology, 2000, 32 (2): 154 -165.
[17] Kikuchi T, Jones J T, Aikawa T, et al. A family of
glycosyl hydrolase family 45 cellulases from the pine
wood nematode Bursaphelenchus xylophilus [ J ] .
FEBS Letters, 2004,572, 201 -205.
[18] Rosso M N, Favery B, Piotte C, et al. Isolation of a
cDNA encoding a β-1, 4-endoglucanase in the root-
knot nematode Meloidogyne incognita and expression
analysis during plant parasitism[ J] . Molecular Plant-
Microbe Interactions, 1999, 12 (7): 585 -591.
[19] Ledger N T, Jaubert S, Bosselut N, et al. Characteri-
zation of a new β-1,4-endoglucanase gene from the
053
　
　 4 期 　 　 彭 焕,等:重要植物寄生线虫内切葡聚糖酶基因研究进展
root-knot nematode Meloidogyne incognita and evolu-
tionary scheme for phytonematode family 5 glycosyl
hydrolases[J] . Gene, 2006, 382: 121 -128.
[20] Huang G Z, Dong R H, Tom M, et al. Use of solid-
phase subtractive hybridization for the identification of
parasitism gene candidates from the root-knot nematode
Meloidogyne incognita [ J] . Molecular Plant Patholo-
gy, 2004, 5 (3): 217 -222.
[21] Zhang Z R, Liao J L, Cui R Q, et al. Cloning and se-
quence analysis of full-length cDNA of β-1,4-endoglu-
canase genes of Meloidogyne javanica ( in chinese)
[J] . Acta Phytopathologica Sinica(植物病理学报),
2006, 36(6):517 -522.
[22] Uehara T, Kushida A, Momota Y. PCR-based cloning
of two beta-1,4-endoglucanases from the root-lesion
nematode Pratylenchus penetrans [ J] . Nematology,
2001, 3 (4): 335 -341.
[23] Tina K , Haegeman A, Gheyse G. Evolution of GHF5
endoglucanase gene structure in plant-parasitic nema-
todes: no evidence for an early domain shuffling event
[J] . BMC Evoutionl Biology, 2008; 8: 305 -321
[24] Haegeman A, Jacob J, Vanholme B, et al . A family
of GHF5 endo-1, 4-beta-glucanases in the migratory
plant-parasitic nematode Radopholus similis[ J] . Plant
Pathology, 2008, 57(3):581 -590.
[25] Haegeman A, Kyndt T, Gheysen G. The role of pseu-
do-endoglucanases in the evolution of nematode cell
wall-modifying proteins [ J ] . Journal of Molecular
Evolution, 2010, 70(5): 441 -52.
[26] Peng H, Peng D L, Huang W K. Molecular cloning
and sequence analysis of a new β-1, 4-endoglucanase
(Dd-eng-1b) gene from migratoin plant-parasitic nem-
atode Ditylenchus destructor on sweetpotato in China
( in chinese)[J] . Chinese Journal of Agricultural Bio-
technology (农业生物技术学报), 2009, 17 (6):
1035 -1041.
[27] Nurul K, John T J, Hiroaki O, et al. Analysis of ex-
pressed sequence tags and identification of genes enco-
ding cell-wall-degrading enzymes from the fungivorous
nematode Aphelenchus avenae [ J] . BMC Genomics,
2009, 10: 525 -541.
[28] Abad P, Gouzy J, Aury JM, et al. Genome sequence
of the metazoan plant-parasitic nematode Meloidogyne
incognita[ J] . Nature Biotechnology, 2008, 26 (8):
882 -884.
[29] Opperman C H, Bird D M, Williamson V M, et al.
Sequence and genetic map of Meloidogyne hapla: A
compact nematode genome for plant parasitism [ J] .
Proceedings of the National Academy of Sciences of
the United States of America, 2008, 105(39): 14802
-14807.
[30] Bird A F, Dowton W J S, Hawker J S. Cellulase se-
cretion by second-stage larvae of the root-knot nema-
tode (Meloidogyne javanica) [ J] . Marcellia, 1975,
38: 165 -169.
[31] Gao B L, Allen R, Maier T, et al. Identification of
putative parasitism genes expressed in the esophageal
gland cells of the soybean cyst nematode Heterodera
glycines [ J ] . Molecular Plant-Microbe Interactions,
2001, 14 (10): 1247 -1254.
[32] Huang G Z, Gao B L, Tom M, et al. A profile of pu-
tative parasitism genes expressed in the esophageal
gland cells of the root-knot nematode Meloidogyne in-
cognita [ J] . Molecular Plant-Microbe Interactions,
2003, 16 (5): 376 -381.
[33] John T. J, Cleber F, Kikuchi T. Horizontal gene
transfer from bacteria and fungi as a driving force in
the evolution of plant parasitism in nematodes [ J] .
Nematology, 2005, 7 (5): 641 -646.
[34] Bird D M, Koltai H. Plant parasitic nematodes: habi-
tats, hormones, and horizontally-acquired genes[ J] .
Journal of Plant Growth Regulation, 2000, 19 (2):
183 -194.
[35] Scholl E H, Thorne J L, McCarter J P, et al. Hori-
zontally transferred genes in plant-parasitic nematodes:
a high-throughput genomic approach[ J] . Genome Bi-
ology, 2003, 4 (6): 39.
[36] Nathan L, Watanabe H, Sugimura M. Evidence for
the presence of a cellulase gene in the last common an-
cestor of bilaterian animals [ J] . Proceedings of the
Royal Society of London Series B-Biological Sciences,
2003, 270: 69 -72.
[37] Koltai H, Dhandaydham M, Opperman C, et al. O-
verlapping plant signal transduction pathways induced
by a parasitic-nematode and a rhizobial endosymbiont
[J] . Molecular Plant-Microbe Interactions, 2001, 14
(10): 1168 -1177.
[38] Bellafiore s, Shen Z X, Rosso M N. et al. Direct
identification of the Meloidogyne incognita secretome
reveals proteins with host cell reprogramming potential
[J] . PLoS Pathogens, 2008, 4(10): 192 -204.
[39] Wang X H, Meyers D, Yan Y T, et al. In planta
153
　
植物病理学报 42 卷
localization of a β-1,4-endoglucanase secreted by Het-
erodera glycines[J] . Molecular Plant-Microbe Interac-
tions, 1999, 12 (1): 64 -67.
[40] Chen Q, Rehman S, Smant G, et al. Functional anal-
ysis of pathogenicity proteins of the potato cyst nema-
tode Globodera rostochiensis using RNAi[J] . Molecu-
lar Plant-Microbe Interactions, 2005, 18 (7): 621 -
625.
[41] Bakhetia M, Urwin P E, Atkinson H J, et al. QPCR
analysis and RNAi define pharyngeal gland cell-ex-
pressed genes of Heterodera glycines required for initial
interactions with the host [ J] . Molecular Plant-Mi-
crobe Interactions, 2007, 20 (3): 306 -312.
[42] Levy I, Shani Z, Shoseyov O. Modification of poly-
saccharides and plant cell wall by endo-1,4-beta-glu-
canase and cellulose-binding domains [J] . Biomolecu-
lar Engineering, 2002,19: 17 -30.
[43] Gao B L, Allen R, Maier T, et al. The parasitome of
the phytonematode Heterodera glycines[J] . Molecular
Plant-Microbe Interactions, 2003, 14: 1247 -1254.
[44] Kikuchi T, Shibuya H, Jones J T. Molecular and bio-
chemical characterization of an endo-beta-1, 3-glu-
canase from the pinewood nematode Bursaphelenchus
xylophilus acquired by horizontal gene transfer from
bacteria [ J] . The Biochemical Journal, 2005, 389:
117 -125.
[45] Makedonka M D, Erwin R, Hein O, et al. A symbi-
ont-independent endo-1, 4-β-Xylanase from the plant-
parasitic nematode Meloidogyne incognita[ J] . Mole-
cular Plant-Microbe Interactions, 2006, 19 (5): 521
-529.
[46] Kudla U, Milac A L, Qin L, et al. Structural and
functional characterization of a novel, host penetration-
related pectate lyase from the potato cyst nematode
Globodera rostochiensis[ J] . Molecular plant patholo-
gy, 2007, 8 (3): 293 -305.
[47] De Boer, Jeff P M, Wang X H, et al. The use of
DNA microarrays for the developmental expression
analysis of cDNAs from the oesophageal gland cell
region of Heterodera glycines[J] . Molecular plant pa-
thology, 2002, 3(4): 261 -270.
[48] Haegeman A, Vanholme B, Gheysen G. Characteriza-
tion of a putative endoxylanase in the migratory plant-
parasitic nematode Radopholus similis[ J] . Molecular
Plant Pathology, 2009, 10(3): 389 -401.
[49] Urszula K, Ling Q, Adina M A K, et al. Origin, dis-
tribution and 3D-modeling of Gr-EXPB1, an expansion
from the potato cyst nematode Globodera rostochiensis
[J] . FEBS Letters, 2005, 579: 2451 -2457.
[50] Qin L, Kudla U, Roze E H, et al. Plant degradation:
a nematode expansin acting on plants [ J] . Nature,
2004: 427 -430.
[51] Dropkin V H. Cellular responses of plants to nematode
infections [ J ] . Annual Review of Phytopathology,
1969, 7: 101 -122.
[52] Tomme P. Boraston A. McLean B, et al. Character-
ization and affinity applications of cellulose-binding do-
mains[J] . Journal of Chromatography B, 1998, 715
(1): 283 -296.
[53] Ding X, Shields J, Allen R, et al. A secretory cellu-
lose-binding protein cDNA cloned from the root-knot
nematode (Meloidogyne incognita ) [ J ] . Molecular
Plant-Microbe Interactions, 1998, 11(10): 952 -959.
[54] Adama M A M, Phillips M S, Jones J T, et al. Char-
acterization of the cellulose-binding protein Mj-cbp-1
of the root knot nematode, Meloidogyne javanica[ J] .
Physiological and Molecular Plant Pathology, 2008,
72: 21 -28.
[55] Gao B L, Allena R, Davis E L, et al. Molecular cha-
racterisation and developmental expression of a cellu-
lose-binding protein gene in the soybean cyst nematode
Heterodera glycines[J] . International Journal for Para-
sitology, 2004, 34: 1377 -1383.
[56] Hewezi T, Howe P, Maier T R, et al. Cellulose bind-
ing protein from the parasitic nematode Heterodera
schachtii interacts with Arabidopsis pectin methylester-
ase: cooperative cell wall modification during parasit-
ism[J] . The Plant Cell, 2008, 20: 3080 -3093.
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