全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2012, 38(10): 1875−1883 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家公益性行业(农业)科研专项(200903004), 国家现代农业产业技术体系建设专项(CARS-14)和引进国际先进农业科学技术
计划(948计划)(2012-S3)资助。
* 通讯作者(Corresponding author): 廖伯寿, E-mail: lboshou@hotmail.com, Tel: 027-86712292
第一作者联系方式: E-mail: wanghoumiao@163.com
Received(收稿日期): 2012-04-05; Accepted(接受日期): 2012-06-20; Published online(网络出版日期): 2012-07-27.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20120727.0844.012.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2012.01875
花生种子白藜芦醇含量与黄曲霉产毒抗性的关系
王后苗 黄家权 雷 永 晏立英 王圣玉 姜慧芳 任小平 娄庆任
廖伯寿*
中国农业科学院油料作物研究所 / 农业部油料作物生物学与遗传育种重点实验室, 湖北武汉 430062
摘 要: 选用抗黄曲霉产毒的花生品种(系)和高产毒品种(系), 采用强产毒菌株 AF2202 人工接种水分吸胀的花生种
子, 培养 7 d后, 测定接种和未接种的花生种子中白藜芦醇及黄曲霉毒素含量, 探讨白藜芦醇与花生种子黄曲霉产毒
抗性之间的关系。结果表明, 抗黄曲霉产毒花生品种(系)的白藜芦醇含量较高, 平均为 37.3 µg kg–1, 高产毒品种含量
相对较低, 平均为 13.3 µg kg–1, 抗、感品种之间存在显著差异。吸胀处理后抗产毒花生品种(系)白藜芦醇含量提高
2.0 倍, 感病品种(系)仅提高 1.6 倍, 对不同品种(系)处理后的种子再接种, 令黄曲霉毒素含量下降 37.6%~75.8%, 但
吸胀处理后抗产毒品种(系)的黄曲霉毒素含量仍低于感病品种(系)。相关分析表明, 花生白藜芦醇含量与黄曲霉毒素
含量呈显著负相关, 并且在离体培养基中添加浓度大于 3.0 μg mL–1的白藜芦醇可导致黄曲霉菌产毒量大幅下降, 说
明白藜芦醇对黄曲霉产毒具有抑制作用。
关键词: 花生; 白藜芦醇; 黄曲霉产毒抗性
Relationship of Resveratrol Content and Resistance to Aflatoxin Accumulation
Caused by Aspergillus flavus in Peanut Seeds
WANG Hou-Miao, HUANG Jia-Quan, LEI Yong, YAN Li-Ying, WANG Sheng-Yu, JIANG Hui-Fang, REN
Xiao-Ping, LOU Qing-Ren, and LIAO Bo-Shou*
Oil Crops Research Institute, Chinese Academy of Agricultural Sciences / Key Laboratory of Biology and Genetic Improvement of Oil Crops, Minis-
try of Agriculture, Wuhan 430062, China
Abstract: Resveratrol is an important component of phytoalexins responding to biotic and abiotic stresses. To investigate the
possible influence of peanut resveratrol on aflatoxin production by Aspergillus flavus, we selected eight peanut varieties (lines)
resistant or susceptible to aflatoxin accumulation caused by Aspergillus flavus to determine resveratrol content and aflatoxin pro-
duction. The results showed that the average resveratrol content (37.3 µg kg–1) of resistant varieties (lines) was significantly
higher than that of susceptible ones (13.3 µg kg–1) in naturally dried seeds. Resveratrol accumulation amount increased by twice in
imbibed resistant peanut seeds, and by 1.6 flod in those of the susceptible ones, and the consequent aflatoxin content declined in
the imbibed seeds from 37.6% to 75.8%. However, the resistant varieties (lines) had lower aflatoxin content compared with the
susceptible seeds in the imbibition treatments. Resveratrol content in peanut seeds was negatively correlated with aflatoxin pro-
duction. Trials in vitro also demonstrated that resveratrol could inhibit aflatoxin production in medium. It was suggested that res-
veratrol is one of the phytoalexins highly related to resistance to aflatoxin production in peanut seeds. As resveratrol has been
reported to have certain functions in human health protection, increased resveratrol in peanut would enhance food safety of peanut
products and contribute to consumer’s health.
Keywords: Peanut; Resveratrol; Resistance to aflatoxin production
我国是世界最大的花生生产、消费和出口国[1],
花生对干旱、半干旱地区瘠薄土地的适应性强, 而
且具有单位面积产量高和产油量高的优势, 因而具
有较大发展潜力 [2]。但是 , 黄曲霉菌 (Aspergillus
1876 作 物 学 报 第 38卷

flavus)和寄生曲霉菌(A. parasiticus)等曲霉属真菌侵
染花生后产生的黄曲霉毒素污染是花生产业发展的
重大障碍。由于黄曲霉毒素对人和动物肝脏及中枢
神经有很大的毒害作用, 可致畸、致突变、致癌[3-5],
已被国际癌症组织(IARC)确定为一级致癌物质 [6],
因此毒素污染防控技术已成为国内外花生科研和推
广的热点之一。培育抗黄曲霉的花生品种是降低毒
素污染最为经济有效的途径, 而明确花生对黄曲霉
毒素污染的抗性机制则是深化抗性遗传改良的重要
基础。
植物抗毒素(phytoalexins)对植物应答环境胁迫
或病虫侵袭有重要作用。植物抗毒素是一类低分子
量抗菌物质的总称。有研究认为花生种子中至少存
在 7 种抗毒素成分[7-9], 其中白藜芦醇(resveratrol)是
关注的焦点。白藜芦醇是一种非黄酮类多酚化合物,
化学名为 3,5,4’-三羟基-二苯代乙烯(3,5,4’-trihydro-
xystilbene), 简称芪三酚, 反式和顺式两种同分异构
体的存在形式, 以反式构象为主。植物体内的白藜
芦醇是通过苯丙氨酸代谢途径合成的[10], 其中白藜
芦醇合成酶(resveratrol synthetic enzyme, RS)具有重
要作用[11]。国际上已将 RS 基因转入水稻、大麦和
小麦、番茄、烟草等作物中, 这些作物的转基因植
株对水稻稻瘟病[12]、大麦和小麦白粉病[13]、番茄灰
霉菌和早疫病[14]、烟草灰霉病[15]的抗性均有一定程
度提高 , 表明白藜芦醇具有增强植物抗病性的功
能。除了与寄主植物对生物和非生物胁迫的抵抗力
有关之外[16-17], 白藜芦醇还具有抗癌[18]、抗氧化[19]、
调节血脂 [20]、缓解动脉粥样硬化 [21]、抗血小板凝
集[22]、保护心血管[23]等多方面的保健功能, 例如葡
萄及红葡萄酒具有较高保健功能的重要原因之一即
白藜芦醇含量高[24]。
花生种子是含有白藜芦醇最多的食品之一[25]。
花生中的白藜芦醇首先是在受病原侵染植株中发现
的 [8], 继而在正常生长的植株中也被检测到 , 而且
不同组织中的含量差异较大[25-27], 机械损伤或受微
生物侵染均可诱导白藜芦醇合成。有研究发现, 花
生种子白藜芦醇的含量及其诱导提高的速度与抵抗
黄曲霉菌侵染有关[28-29]。作物种子吸胀萌动的过程
中会启动和诱导多种生理生化反应, 包括植物抗毒
素含量的增加, 例如玉米的吸胀处理显著降低种子
中的黄曲霉毒素合成, 这与吸胀诱导产生的植物抗
毒素和抗性相关蛋白有密切关系[30-32]。花生的成熟
度、含水量以及环境温度湿度均可以影响体内抗毒
素水平, 从而影响花生收获前黄曲霉毒素污染[33]。
然而, 花生种子中本底含有的以及吸胀诱导产生的
白藜芦醇是否对黄曲霉产毒具有抑制作用？白藜芦
醇与花生的产毒抗性之间是否存在相关性？目前未
见报道。
我国在花生抗黄曲霉产毒种质的发掘和创制方
面取得了一定进展, 抗产毒的中花 6 号等品种已在
生产上应用[34], 但对这些材料抗产毒的机制还缺乏
研究。本研究以抗黄曲霉产毒和高产毒的花生品种
为试验材料, 分析其白藜芦醇含量, 探讨吸胀处理
对花生白藜芦醇的诱导效果, 检测不同处理条件下
黄曲霉毒素的含量, 分析白藜芦醇与黄曲霉产毒抗
性的关系, 以期为深化花生黄曲霉抗性机制研究和
抗性遗传改良奠定基础。
1 材料与方法
1.1 试验材料
选用抗黄曲霉产毒的花生品种(系)中花 6号、
J90、J98和 J99和高产毒品系中花 12、J05、J12和
J27, 其中 6 个新品种(系)来自中花 5号×远杂 9102
的重组近交系群体(RIL), 经多年连续重复试验, 在
人工接种条件下的黄曲霉毒素含量存在显著差异 ,
参试材料均由中国农业科学院油料作物研究所花生
育种课题组提供。田间试验按常规种植管理, 收获
后及时晾晒种子(含水量低于 8%), 将干燥后的种子
置 4℃下保存备用。黄曲霉菌株 AF2202由中国农业
科学院油料作物研究所花生研究室选供。
1.2 花生种子吸胀处理
称取成熟饱满、颜色正常、无破损的健康花生
种子 10 g (精确至 0.01 g), 用 70%酒精表面消毒后用
灭菌水迅速冲洗 3 次, 然后将种子置已灭菌的培养
皿中。每个培养皿中加入 10.0 mL 无菌去离子水,
(29±1)℃浸泡 12 h。吸胀处理后的种子部分用于测
定白藜芦醇含量, 部分接种黄曲霉菌。
1.3 黄曲霉菌的离体培养
1.3.1 液体培养试验 将白藜芦醇用乙醇配制成
10 mg mL–1溶液, 当 A&M培养基[35]冷却至室温时,
取不同体积的白藜芦醇溶液加入其中, 配制成白藜
芦醇含量分别为 0.3、3.0、15.0、30.0和 60.0 µg mL–1
的培养基, 以溶剂乙醇溶液为空白对照, 每种溶液
50 mL倒入无菌三角瓶, 每个浓度设 4个重复, 每瓶
接种 5×105个黄曲霉菌孢子, 置恒温摇床(30℃, 160
转 min–1), 暗培养 7 d。
第 10期 王后苗等: 花生种子白藜芦醇含量与黄曲霉产毒抗性的关系 1877


1.3.2 固体培养试验 按每 100 mL 1.5 g 琼脂
A&M 培养基的比例, 配制成含有 0.3、3.0、15.0、
30.0 和 60.0 µg mL–1白藜芦醇的固体培养基, 同样
以溶剂乙醇溶液为空白对照。当加有琼脂的培养基
冷却至 40~50℃时, 取 20 mL 倒入无菌培养皿制成
培养基平面。在培养基中心位置接种含有 2×105 个
黄曲霉菌孢子的菌液, 恒温(30℃)暗培养 7 d, 每个
处理设置 4个重复。
1.4 黄曲霉菌接种方法
称取成熟饱满、大小均匀、颜色正常、无破损
的健康花生种子 10 g (精确至 0.01 g), 在生物安全
柜中用 70%酒精表面消毒灭菌约 1 min, 然后用无菌
水冲洗 3 次, 从无菌水开始浸泡到冲洗完毕的时间
控制在 13 min以内, 保证种子在复水之后含水量保
持在 20%左右。将消毒后的花生种子置已灭菌的培
养皿中。用无菌水配制浓度为每毫升 4×106 个黄曲
霉菌孢子的悬浮液, 每个培养皿中接种 0.5 mL, 轻
轻摇动培养皿, 使孢子悬浮液均匀分布在花生种子
表面。接种后的培养皿置(29±1)℃生长箱中黑暗培
养 7 d。实验设置 5次重复。
1.5 白藜芦醇的测定
参照《花生中白藜芦醇的测定-高效液相色谱
法》(GB/T 24903-2010)和Wang等[36]描述的方法, 略
有改动。将 10 g花生种子样品用小型粉碎机粉碎 2~3
min, 转移至 250 mL 具塞三角瓶中, 加入 80%甲醇
溶液 120 mL, 于 80℃水浴中提取 45 min, 每 3 min
充分振摇一次。提取液冷却后用定性滤纸过滤, 并
以 80%甲醇溶液 4 mL洗涤残渣 2次, 合并滤液, 将
其定容至 1 000 mL。移取 50 mL滤液, 用固相萃取
柱(SiO2+Al2O3)纯化浓缩至 1.5 mL。充分摇匀的浓缩
液取 0.5 mL 至高效液相色谱(HPLC)仪的测量瓶中,
并在 HPLC 紫外检测器上测定白藜芦醇含量。采用
C18色谱柱(150 mm×25 mm), 并以乙腈和水梯度洗
脱, 流动相的梯度变化如表 1。检测波长为 308 nm,

表 1 流动相的变化梯度
Table 1 Linear gradients of mobile phase
时间
Time (min)
乙腈
Acetonitrile (%)
水
Water (%)
0 0 100
2 15 85
5 20 80
17 30 70
19 50 50
24 100 0
34 0 100
流速 1.0 mL min–1, 柱温 30 , ℃ 进样量 10 µL。由于
光照条件下白藜芦醇的同分异构体会发生转换, 因
此整个试验操作均在避光条件下完成。
1.6 花生种子中黄曲霉毒素的测定
参照《食品中黄曲霉毒素的测定》(GB/T 5009.
23-2006)和肖达人等[37]描述的方法(稍有改进)。将接
种后培养 7 d的花生种子用 75%酒精表面消毒 3 min
后, 在 110℃烘箱中烘烤 1 h。种子冷却后用小型粉
碎机粉碎 2~3 min, 将样品装入 150 mL的具塞三角
瓶中, 依次加入 55%甲醇溶液 50 mL 和石油醚 15
mL, 在普通摇床上(200 转 min–1)振荡摇匀 30 min
后静置 10 min, 将提取液过滤至 10 mL试管中, 吸
除上层油脂, 即得到黄曲霉毒素提取液。取 2.0 mL
黄曲霉毒素提取液经有机滤膜(Φ0.25 μm)再次过滤
后转移至高效液相色谱仪(HPLC)的测量瓶中, 测定
黄曲霉毒素含量。采用 C18色谱柱(150 mm×25 mm),
流动相为甲醇和水 (甲醇∶水=45∶55), 荧光检测
(激发波长 360 nm, 发射波长 440 nm), 流速 0.8 mL
min–1, 柱温 30 , ℃ 进样量 10 µL。
1.7 离体培养条件下黄曲霉菌菌丝干重、菌斑大
小和黄曲霉毒素含量测定
液体培养 7 d 后, 收集黄曲霉菌菌球, 于 60℃
烘烤 12 h至恒重, 称取黄曲霉菌菌丝的干重。
黄曲霉菌经固体培养 7 d 后, 采用十字交叉法
测量每个培养皿内的菌落直径。
将干燥后的菌丝粉碎后放回相应的三角瓶中 ,
加入 25 mL 氯仿, 在普通摇床振摇 30 min (200 转
min–1)后移取 5 mL氯仿提取液于离心管中, 用氮气
将氯仿吹干。再用 80%甲醇溶液 1.0 mL溶解, 供测
定用。固体培养基中的黄曲霉毒素以相同的方法提
取。提取纯化后的黄曲霉毒素溶液按上述 HPLC 检
测方法测定。
1.8 统计分析
采用Microsoft Excel和 SAS统计软件分析花生
种子中白藜芦醇和黄曲霉毒素含量及其相关性。
2 结果与分析
2.1 白藜芦醇和黄曲霉毒素标样的测定
以 HPLC 对白藜芦醇标准样品测试显示, 反式
白藜露醇(trans-Res)的保留时间(RT)为进样后的第
14.6 min, 顺式白藜露醇(cis-Res)的保留时间为进样
后的第 18.5 min (图 1)。本研究中只检测到 trans-Res
而未检测出 cis-Res, 这与其他人的研究报道[25]是一
1878 作 物 学 报 第 38卷

致的, 所采用的方法可以准确灵敏地检测花生材料
中的白藜芦醇(图 2)。
当黄曲霉毒素标准样品 B1和 B2的含量分别为
1.0 µg mL–1和 0.3 µg mL–1时, HPLC生成的色谱图
如图 3, 出峰顺序为 B2和 B1, 保留时间分别是 9.82
min和 12.75 min。由于 A. flavus主要产生黄曲霉毒
素 B1和 B2, 所以在人工接种黄曲霉菌的条件下, 供
试样品提取液中仅检测到黄曲霉毒素B1和B2 (图 4),
HPLC分离情况与黄曲霉毒素标准样品一致。
2.2 不同产毒抗性的花生品种(系)的黄曲霉毒素
和白藜芦醇含量
抗产毒对照品种中花 6号的平均毒素含量为
25 053 μg kg–1, 高产毒对照品种中花 12毒素含量为
137 584 μg kg–1, 前者的是后者的 18.2%, 与历年测
试结果基本一致, 表明接种压力和产毒条件正常。
由表 2 可知, 抗产毒花生品种(系)的黄曲霉毒素含

图 1 反式和顺式白藜芦醇标准样品 HPLC测定的色谱图
Fig. 1 HPLC separation of trans-resveratrol and cis-resveratrol standard samples

图 2 花生样品液中反式白藜芦醇 HPLC测定的色谱图
Fig. 2 Separation of resveratrol of peanut seeds tested by HPLC


图 3 黄曲霉毒素标准样品(B1和 B2混合物)HPLC测定的色谱图
Fig. 3 HPLC separation of aflatoxin B1 and B2 standard samples
第 10期 王后苗等: 花生种子白藜芦醇含量与黄曲霉产毒抗性的关系 1879



图 4 花生种子中黄曲霉毒素(B1和 B2)的 HPLC测定的色谱图
Fig. 4 Separation of aflatoxin B1 and B2 of inoculated peanut seeds tested by HPLC

表 2 不同花生品种(系)种子的白藜芦醇含量与人工接种的黄曲霉毒素含量
Table 2 Resveratrol content of naturally dried seeds and aflatoxin production under artificial inoculation in different peanut
varieties (lines)
花生品种(系)
Peanut variety (line)
白藜芦醇含量
Resveratrol content (µg kg–1)
黄曲霉毒素含量
Aflatoxin content (µg kg–1)
中花 6号 Zhonghua 6 62.889±10.46 a 25053±7848 D
J90 28.441±2.74 b 39195±11781 D
J98 19.584±3.34 c 32697±5355 D
J99 28.051±3.47 b 35649±8316 D
中花 12 Zhonghua 12 14.293±4.59 cd 137584±22002 C
J05 15.725±2.56 c 269958±35094 B
J12 8.789±1.37 d 283302±25560 AB
J27 14.241±2.89 cd 303456±38232 A
标以不同字母的值在 5%水平上差异显著, 其中中花 6号和中花 12分别是抗、感对照。
Values followed by different letters are significantly different at the 0.05 probability level. Zhanghua 6: resistant control; Zhonghua 12:
susceptible control.

量范围为 25 053~39 195 μg kg–1, 高产毒品种(系)的
毒素含量为 137 584 ~303 456 μg kg–1, 后者为前者
的 7.5倍, 抗、感花生品种(系)的毒素含量存在显著
差异。抗产毒花生品种(系)的白藜芦醇含量范围为
19.6~62.9 µg kg–1, 平均为 37.3 µg kg–1。高感品种(系)
的含量范围为 8.8~15.7 µg kg–1, 平均 13.3 µg kg–1, 前
者是后者的 2.8倍, 抗、感品种之间白藜芦醇含量存在
显著差异。经相关性分析, 花生种子白藜芦醇含量与
黄曲霉毒素含量呈显著负相关, 相关系数为–0.64。
2.3 吸胀处理对花生种子白藜芦醇含量和黄曲
霉产毒的影响
表 3 表明, 吸胀后抗黄曲霉产毒的花生种子白
藜芦醇含量范围为 40.8~112.2 µg kg–1, 吸胀的高产
毒花生种子白藜芦醇含量为 17.7~26.0 µg kg–1, 吸
胀处理使抗产毒花生材料的白藜芦醇含量增加了
2.0 倍, 感病材料的含量增加仅 1.6 倍。吸胀处理后
抗、感花生材料的白藜芦醇含量存在显著差异。
将吸胀处理的花生种子接种黄曲霉菌, 暗培养
7 d后测定黄曲霉毒素含量。结果表明, 吸胀处理显
著降低了供试花生材料的黄曲霉毒素含量, 吸胀处
理后的毒素含量是干种子毒素含量的 2.7%~6.9%,
并且抗产毒品种的黄曲霉毒素含量仍然显著低于高
产毒材料(表 3)。
吸胀处理显著增加了花生种子白藜芦醇的含量,
同时降低了相应样品的黄曲霉毒素含量, 二者的相
关系数为–0.45, 相关性达显著水平。上述实验结果
(表 2和表 3)表明, 白藜芦醇与花生黄曲霉产毒抗性
高度相关。
2.4 白藜芦醇对黄曲霉菌生长和产毒的影响
在含有 0、0.3、3.0、15.0、30.0和 60.0 µg mL–1
白藜芦醇的液体培养基中黄曲霉毒素含量分别为
385.5、364.1、203.6、123.5、141.5和 159.1 μg L–1, 当
培养基中的白藜芦醇含量达到 3.0 μg mL–1时, 黄曲
霉毒素含量显著降低, 下降幅度为 47.2%~58.7%。
1880 作 物 学 报 第 38卷

在含有白藜芦醇的固体培养基中, 黄曲霉毒素含量
分别为 775.4、721.7、612.0、125.1、217.0和 115.8
μg L–1, 当白藜芦醇含量不低于 3.0 μg mL–1时, 黄曲
霉毒素含量降低的幅度为 21.1%~85.1% (图 5)。在相
同试验条件下, 白藜芦醇对黄曲霉菌丝的生长和干
物质量的积累无明显抑制作用(图 6)。说明白藜芦醇
对黄曲霉菌的产毒具有抑制作用, 而不影响黄曲霉
菌丝的生长。

表 3 吸胀处理对花生种子白藜芦醇含量和黄曲霉毒素含量的影响
Table 3 Effect of imbibition on resveratrol content and aflatoxin production in seeds of peanut varieties (lines)
花生品种(系)
Peanut variety (line)
白藜芦醇含量
Resveratrol content (µg kg–1)
黄曲霉毒素含量
Aflatoxin content (µg kg–1)
中花 6号 Zhonghua 6 112.241±18.00 a 1163±873 C
J90 40.850±4.09 bc 2563±1001 B
J98 62.180±34.36 b 2267±652 B
J99 52.733±9.92 b 958±87 C
中花 12 Zhonghua 12 26.011±2.75 c 10026±3002 A
J05 22.964±5.38 cd 12092±1000 A
J12 17.696±2.36 d 13804±1215 A
J27 20.817±1.82 cd 12353±1126 A
标以不同字母的值在 5%水平上差异显著, 其中中花 6号和中花 12分别是抗、感对照。
Values followed by different letters are significantly different at the 0.05 probability level. Zhanghua 6: resistant control; Zhonghua 12:
susceptible control.

图 5 离体培养条件下白藜芦醇对黄曲霉菌产毒的影响
Fig. 5 Effect of resveratrol on aflatoxin production of Aspergillus flavus in A&M medium
图标上大写和小写字母表示固体培养基和液体培养基中黄曲霉毒素含量在 0.01和 0.05的水平上差异显著。
The capitals and lowercases superscripted represent significantly different at 0.01 and 0.05 probability levels respectively for aflatoxin con-
tent in solid and liquid A&M medium.

图 6 离体条件下白藜芦醇对黄曲霉菌菌丝生长的影响
Fig. 6 Effect of resveratrol on mycelium growth of A. flavus in A&M medium
图标上大写和小写字母表示固体培养基和液体培养基中黄曲霉毒素含量在 0.01和 0.05的水平上差异显著。
The capitals and lowercases superscripted represent significantly different at 0.01 and 0.05 probability levels respectively for aflatoxin con-
tent in solid and liquid A&M medium.
第 10期 王后苗等: 花生种子白藜芦醇含量与黄曲霉产毒抗性的关系 1881


3 讨论
黄曲霉毒素污染是世界范围内严重影响花生食
用安全性和危害消费者健康的重要因素, 研究花生
黄曲霉抗性的机理和创制特异抗黄曲霉种质意义重
大。现有研究表明, 花生黄曲霉产毒抗性是受加性
基因控制的数量性状, 利用不同遗传背景亲本相关
微效基因的累加和互补可提高产毒抗性[38]。国内已
培育出了抗黄曲霉产毒并兼抗青枯病的优质花生品
种中花 6号[34], 这一品种经多年重复接种鉴定 , 对
黄曲霉产毒具有稳定的抗性。近年来, 通过杂交重
组和抗性鉴定, 廖伯寿等[39]新创制出了一批抗产毒
的花生材料。上述抗产毒材料在人工接种条件下的
黄曲霉毒素含量一般不超过高产毒对照的 20%, 在
田间种植和收获及贮藏过程中均具有降低毒素污染
的作用[34]。但是, 迄今关于花生对黄曲霉产毒的抗
性机制的研究甚少。
花生种子抑制黄曲霉菌产毒是一个复杂的过
程。已有研究证实, 许多生化物质可影响黄曲霉菌
的次级代谢和黄曲霉毒素的合成 [40], 其中白藜芦
醇、木樨草素、单宁酸等寄主植物含有的代谢物
质[41-43]更具有研究和应用价值而受到广泛关注。梁
炫强等[44]研究发现, 花生种子中诱导合成白藜芦醇
的速度与黄曲霉菌侵染抗性有关, 但其含量与侵染
抗性的相关不显著。本研究首次证明花生种子白藜
芦醇含量与黄曲霉毒素含量呈显著负相关, 抗产毒
花生品种的白藜芦醇含量相对较高, 而且在离体条
件下白藜芦醇对黄曲霉菌的产毒具有抑制作用, 因
此可以推断白藜芦醇是与花生抗黄曲霉产毒能力相
关的一种重要植物抗毒素成分。
白藜芦醇作为一种重要的植物次生代谢物, 具
有多种生物学功能, 可有效提高植物对环境胁迫和
有害生物侵袭的应答能力 , 而且许多研究还表明 ,
白藜芦醇具有抗肿瘤[18]、抗氧化[19]、调节雌激素水
平[45]、调节血脂代谢[20]和延长寿命[23]等重要的保健
作用。本试验结果说明, 开发利用抗产毒品种不仅
可以提高花生产品的食用安全性, 而且可以提高花
生新品种的保健价值。鉴于白藜芦醇的生物合成途
径简单明确, 因此易于开展进一步的研究与开发利
用。
虽然本试验发现和证明了白藜芦醇抑制产毒的
作用, 但对其作用机制仍需进一步研究, 花生种质
资源中白藜芦醇的差异和遗传分化尚不清晰。花生
RS基因的结构与表达调控模式仍未明确揭示。因此
有必要在现有基础上, 进一步明确白藜芦醇在花生
体内的生物合成及调控机制、遗传分化和改良潜力,
探讨进一步提高花生白藜芦醇含量及黄曲霉抗性的
技术途径。
4 结论
花生种子的白藜芦醇含量在抗、感黄曲霉产毒
的品种之间存在显著差异。吸胀处理能诱导花生种
子白藜芦醇含量的增加、显著降低黄曲霉毒素含量。
白藜芦醇能抑制黄曲霉菌产生黄曲霉毒素, 降低产
毒量是增强花生黄曲霉产毒抗性的一种有效植物抗
毒素。
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科学出版社生物分社新书推介
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对定量-液质联用(iTRAQ LC MS)技术、高分辨核磁共振(NMR)技术分析了盐
芥的蛋白质组和代谢组, 并遵循靶向代谢组学思路分析了盐芥的芥子油苷-
黑芥子酶系统, 进而总结了盐芥应对盐胁迫的生理特征和代谢途径, 为深入
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对非生物胁迫的蛋白质组学、代谢组学研究现状, 突出了实验技术要点, 对
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