全 文 ：湖 北 农 业 科 学 2013 年
第 52卷第 20 期
2013年 10 月
湖北农业科学
Hubei Agricultural Sciences
Vol． 52 No.20
Oct．，2013
收稿日期：2013－01－22
基金项目：广西植物研究所基本业务费支持项目（桂植业 12009）；广西自然科学基金项目（2012GXNSFAA053069）；广西科技创新能力与条件
建设项目（桂科能 11217028）；科技部工作专项（2009FY120200）
作者简介：骆文华（1965－），男，广西桂林人，副研究员，主要从事珍稀濒危植物保护研究，（电子信箱）lwh2004＠gxib．cn；通讯作者，代文娟，
女，助理研究员，硕士，主要从事珍稀濒危植物遗传多样性研究，（电话）13714591385（电子信箱）dwj＠gxib．cn。
广西火桐［Erythropsis kwangsiensis （Hsue）Hsue］
隶属梧桐科火桐属（Erythropsis）植物，为中国特有
种，仅分布于广西壮族自治区中部至南部的石灰岩
地区，对研究植物区系和植物地理及亲缘关系等均
有重要的学术价值。 其木材纹理直，材质柔韧，不开
裂，是制作家具的上等用材；其先花后叶，花色鲜艳
靓丽，花期长，具有极高的经济和观赏价值。 由于人
类的过度利用， 广西火桐野外种群和个体数量稀
少，已处于濒危状态，为国家二级重点保护植物 ［1］。
目前，对广西火桐的研究仅限于光合速率、群落及
种群生态学特征等方面 ［2－6］，其基因组 DNA 提取方
法的研究还未见报道。 本试验研究了不同提取方法
提取广西火桐基因组 DNA 的提取效果， 为广西火
桐的群体遗传多样性研究奠定基础，探讨硅胶干燥
叶样与鲜叶 DNA 的区别， 为野外样品保存提供一
定的依据。
1 材料与方法
1．1 材料
广西火桐采自广西壮族自治区靖西县，选取无
广西火桐基因组 DNA提取方法的研究
骆文华 1，黄仕训 1，马虎生 1，符支宏 1，2，代文娟 1，唐文秀 1，盘 波 1，赵 博 1
（1．中国科学院广西植物研究所，广西 桂林 541006；2．广西师范大学生命科学学院，广西 桂林 541004）
摘要：以广西火桐［Erythropsis kwangsiensis （Hsue） Hsue］叶片为试料，比较了改良 CTAB 法、试剂盒法
和改良 SDS 法提取基因组 DNA 的提取效果及对干燥叶和鲜叶提取的基因组 DNA 进行了比较研究。 结
果表明，改良 CTAB 法和试剂盒法提取的基因组 DNA 质量较好、杂质少，适合广西火桐基因组 DNA 的
提取。改良 SDS 法提取的基因组 DNA 无完整条带，质量较差，不适合广西火桐基因组 DNA 提取。硅胶干
燥 90 d 的叶样和新鲜叶样所得的基因组 DNA 纯度相当，产率前者多于后者。
关键词：广西火桐［Erythropsis kwangsiensis （Hsue） Hsue］；基因组 DNA；提取
中图分类号：Q781 文献标识码：A 文章编号：0439－8114（2013）20－5060-03
Studies on Genomic DNA Extraction of Erythropsis kwangsiensis
LUO Wen－hua1，HUANG Shi－xun1，MA Hu－sheng1，FU Zhi－hong1，2，DAI Wen－juan1，
TANG Wen－xiu1，PAN Bo1，ZHAO Bo1
（1．Guangxi Institute of Botany， Guangxi Zhuang Autonomous Region and the Chineses Academy of Sciences， Guilin 541006，Guangxi， China；
2． College of Life Sciences， Guangxi Normal University， Guilin 541004，Guangxi， China）
Abstract： Using the leaves of Erythropsis kwangsiensis as material， the genomic total DNA was extracted． Three methods of
genomic total DNA extraction including improved CTAB method， reagent box method and improved SDS method were compared.
Results showed that the DNA extracted from improved CTAB method and reagent box method had high quality and less im-
purity， but quantity of the latter was less than that of the former． The reagent box method had the advantages of simple op-
eration， short time and less harmful， but more expensive than that of the improved CTAB method． In addition， improved
SDS method didn’t have the complete bands， so it was not suitable for genomic DNA extraction of Erythropsis kwangsiensis．
The genomic DNA extracted from the leaves preserved in silica gel for 90 days were not significantly different from that of
fresh leaves， and the yield of the former was much more than that of the latter．
Key words： Erythropsis kwangsiensis； genomic DNA； extraction
DOI:10.14088/j.cnki.issn0439-8114.2013.20.070
第 20 期
X1、X2、X3 为新鲜叶，G1、G2、G3 为硅胶干燥 90 d 的干叶，下同。
图 2 新鲜叶片和硅胶保存 90 d 的干燥叶片的基因组
DNA 电泳结果
病虫害的当年生嫩叶， 用变色硅胶室温保存 90 d，
嫩叶完全干燥；广西火桐新鲜嫩叶采自广西植物研
究所。
1．2 方法
1．2．1 不同提取方法提取基因组 DNA 分别采用
改良 CTAB 法 ［7］，植物基因组 DNA 提取试剂盒（离
心柱型）法和改良 SDS法［7］提取总 DNA。
1）改良 CTAB 法提取基因组 DNA。 ①取 0．1 g
硅胶干燥叶片，加入适量石英砂，使用多样品组织
研磨机（美国 BIOSPEC ／Mini－BeadBeater－96）研磨
成细粉。 ②加入 2 μL β－巯基乙醇和 800 μL预热的
2×CTAB 抽提液 。 ③充分混匀后于 65 ℃水浴 60
min，颠倒两次混匀。 ④12 000 r ／ min 离心 10 min，抽
提上清液至新 EP 管中，加入等体积的氯仿 ／异戊醇
（24∶1，V ／ V） 充分混匀，12 000 r ／ min 离心 5 min，抽
提上清液至新 EP管中。⑤重复④一次。⑥上清液加
1 ／ 10 体积 3 mol ／ L NaAC（pH 5．2），再加入等体积异
丙醇，上下颠倒 3～5次，至白色絮状物出现，置－20 ℃
冰箱沉淀过夜。 ⑦4℃，12 000 r ／ min 离心 10 min，弃
上清。 ⑧沉淀物分别用 70％无水乙醇洗涤两次。 ⑨
室温下自然晾干，溶于 20 μL 的 ddH2O 中，保存于－
20 ℃冰箱。
2）植物基因组 DNA 提取试剂盒 （离心柱型 ）
（上海捷瑞生物工程有限公司），操作步骤参照说明
书。
3）改良 SDS法提取基因组 DNA。将 CTAB提取
液换为 SDS 提取液［100 mmol ／ L TrisHCl，50 mmol ／ L
EDTA，500 mmol ／ L NaCl，2％（W ／V）SDS，pH 8．0］，其
他操作步骤同 CTAB法。
1．2．2 试剂盒法提取干燥叶和新鲜叶基因组 DNA
分别称取 0．1 g硅胶干燥叶和 1．0 g 新鲜叶， 操作步
骤参照试剂盒说明书。
1．2．3 基因组 DNA检测
1）取 2 μL 基因组 DNA 样品以 1．0％琼脂糖凝
胶进行电泳， 使用生物电泳图像分析系统 （美国
UVP）成像，观察基因组 DNA 的大小、完整性及电泳
条带的清晰度。
2）用 TU－1901 型双光束紫外可见分光光度计
（北京普析通用仪器有限责任公司） 检测 260 nm 和
280 nm 下的吸光度。 DNA 纯度决定于 A260 nm ／A280 nm
的大小；DNA 质量浓度由 DNA 模板在 260 nm 的吸
光度决定，A260nm＝1时，DNA质量浓度为 50 ng ／μL［8］，
DNA产率的大小按照下式计算：
DNA产率（μg ／ g）＝
DNA质量浓度（ng ／μL）×DNA原液体积（μL）
样品质量（mg）
2 结果与分析
2．1 不同方法提取基因组 DNA
从图 1 中可知，改良 CTAB 法（C1、C2、C3）和试
剂盒法（J1、J2、J3）提取得到的 DNA 有明显的主带，
DNA 完整，较明亮，质量较高，无明显的拖带，两种
方法提取的 DNA 质量相当； 改良 SDS 法（S1、S2、
S3）无完整的 DNA 主带，但有弥散的条带，根据大
小判断 DNA片段已降解为小分子。改良 CTAB法和
试剂盒法提取的基因组 DNA 最佳， 适合提取广西
火桐基因组 DNA；改良 SDS法不适合广西火桐基因
组 DNA 的提取。 3 种方法提取得到的 DNA 的点样
孔亮度较低，说明残留物少，杂质去除较彻底，提取
得到的基因组 DNA较纯。
2．2 干燥叶和新鲜叶提取基因组 DNA的比较
由图 2 可知，鲜叶（X1，X2，X3）和干燥叶（G1，
G2，G3）基因组 DNA 主带明显，谱带清晰，完整性
好。 试剂盒法提取的硅胶干燥 90 d 的叶片基因组
DNA和鲜叶的无明显差异。有研究表明半年内不同
保存时期的材料对于基因组 DNA 提取几乎没有影
响 ［9］，从变色硅胶干燥的叶片中提取的基因组 DNA
质量与鲜叶无明显差异， 且产率更高 ［10，11］。 这可能
是因为通过干燥，细胞内含水量较少，部分酶活性
样品为硅胶室温保存 90 d 的干燥叶，C1、C2、C3 为改良 CTAB
法， J1、J2、J3 为试剂盒法，S1、S2、S3 为改良 SDS 法提取的 DNA 电泳
结果；M：Lambda DNA ／EcoRⅠ＋ HindⅢ，下同。
图 1 3 种方法提取基因组 DNA 的电泳结果
M X1 X2 X3 G1 G2 G3
骆文华等：广西火桐基因组 DNA 提取方法的研究 5061
湖 北 农 业 科 学 2013 年
降低，在提取过程中对 DNA 分离造成的干扰较小，
更有利于 DNA分离。 因此，用变色硅胶快速干燥法
保存材料是可行的。
2．3 产率及纯度检测
3 种方法提取的基因组 DNA 的纯度及产率见
表 1。 当 A260 nm ／A280 nm约为 1．8 时，DNA 较纯；A260 nm ／
A280 nm大于 1．8 时，DNA 中有 RNA 污染，A260 nm ／A280 nm
小于 1．8 时，DNA中有蛋白质污染［12］。改良 CTAB法
提取的基因组 DNA 的 A260 nm ／A280 nm 在 1．89～1．95之
间； 试剂盒法提取的干燥叶基因组DNA 的 A260 nm ／
A280 nm 在 1．81～1．83 之间 ， 鲜叶的 A260 nm ／A280 nm 在
1．81～1．86 之间； 改良 SDS法提取的基因组 DNA 的
A260 nm ／A280 nm 在 1．12～1．32 之间。 结果表明， 改良
CTAB 法和试剂盒法提取的基因组 DNA 较纯，鲜叶
和硅胶干燥叶片基因组 DNA的纯度相当，改良 SDS
法提取的基因组 DNA 中存在蛋白质或酚杂质。 从
产率上看，改良 CTAB 法为 185～214 μg ／ g；试剂盒
法提取干燥叶的基因组 DNA 为 180～196 μg ／ g，略
少于改良 CTAB 法； 试剂盒法提取鲜叶的基因组
DNA 为 156～172 μg ／ g， 略少于干燥叶的基因组
DNA；改良 SDS 法由于蛋白质、酚类等杂质污染无
法精确计算产率。综合上述结果表明，改良 CTAB方
法和试剂盒法提取的基因组 DNA 质量明显优于改
良 SDS 法， 试剂盒法提取得到的鲜叶基因组 DNA
产率＜干燥叶＜改良 CTAB法。
3 小结与讨论
植物基因组 DNA提取常用的是 CTAB 法，其具
有稳定性好、得率高、费用低等优点，但其操作步骤
繁琐，所用药品中的异丙醇、巯基乙醇等对人体毒
性很大， 且不同植物有不同的特性， 采用传统的
CTAB法往往难以获得满意的结果。 因此，研究者们
针对不同的植物，创建了各种具有针对性的改良方
法，使得改良后的 CTAB法能够提取到高质量的基因
组 DNA［13，14］。 植物基因组 DNA提取试剂盒以 CTAB
法为基础，采用独特的相分离技术，结合 DNA 制备
膜技术，有效地去除蛋白质、多糖及脂质等杂质，得
到高纯度的基因组 DNA，其特点步骤简洁、快速，提
取到的 DNA纯度较高［15，16］。 SDS法也被广泛用于植
物基因组 DNA 的提取， 但该方法对于多糖含量高
的植物提取效果不佳［17］。 通过改良提取缓冲液的配
方，能有效地回收材料中的基因组 DNA，得到较为
完整的基因组 DNA［18］。
本研究中改良 CTAB法和试剂盒法提取得到的
基因组 DNA 有明显的主带，较完整，谱带较亮，较
为适合广西火桐基因组 DNA 的提取。 试剂盒提取
基因组 DNA 耗时短，毒性小，纯度更高，优于改良
CTAB法。 但从产率上看， 试剂盒提取基因组 DNA
略低于改良 CTAB 法。 改良 SDS 法提取的基因组
DNA条带不完整，杂质较多。 可见，SDS法只能针对
某种特定材料作出改良，不具有对多种植物的普遍
适用性。
参考文献：
［1］ 傅立国． 国家重点保护野生植物名录 （第一批）［J］． 植物杂志，
1999（5）：4－11．
［2］ 毛世忠，唐文秀，骆文华，等．濒危植物广西火桐净光合速率及其
影响因子研究［J］．广西农业科学，2010，41（11）：1165－1168．
［3］ 骆文华 ，毛世忠 ，丁 莉 ，等 ．濒危植物广西火桐群落特征研
究［J］．福建林业科技，2010，37（4）：6－10．
［4］ 骆文华，毛世忠，丁 莉，等．濒危植物广西火桐种子繁殖技术及
幼苗生长节律［J］．福建林学院学报，2011，31（1）：48－51．
［5］ 付传明 ，黄宁珍 ，骆文华 ，等 ．广西火桐的组织培养和植株再
生［J］．植物生理学通讯，2010，46（12）：1253－1254．
［6］ 毛世忠，唐文秀，骆文华，等．不同栽培基质对广西火桐幼苗生长
及净光合速率的影响［J］．西北林学院学报，2011，26（5）：96－99．
［7］ 邹喻萍，葛 颂，王晓东．系统与进化植物学中的分子标记［M］．
北京：科学出版社，2001．16－17．
［8］ CHAPELA M J， SOTELO C G，PEREZ－MARTIN R I， et al．
Comparison of DNA extraction methods from muscle of canned
tuna for species identification［J］． Food Control，2007，18（10）：
1211－1215．
［9］ 李学营，彭建营，彭士琪．部分枣属植物硅胶干燥叶 DNA 提取方
法的比较［J］．河北农业大学学报，2006，29（1）：38－40．
［10］ 曾 群，米丽华，宋 强．连翘干叶片和鲜叶片 DNA 提取方法
和质量比较研究［J］．光明中医，2011，26（7）：1347－1349．
［11］ 王 婷，周凤琴，李 佳，等．忍冬干叶基因组 DNA 提取方法的
研究［J］．中华中医药学刊，2008，26（3）：496－498．
［12］ SHARMA A D， GILL P K，SINGH P．DNA isolation from dry
and fresh samples of polysaccharide－rich plants［J］． Plant Mol
Biol Rep，2002，20（4）：415．
［13］ 李志真，谢一青，黄儒珠，等．不同保存方法对光皮桦总 DNA 提
取效果的影响［J］．分子植物育种，2006，4（1）：131－134．
［14］ 张国防，陈存及，邢建宏．樟树干叶 DNA 提取方法的研究［J］．
江西农业大学学报，2006，28（1）：111－114．
［15］ 梁玉琴，李芳东，傅建敏，等．柿属植物基因组 DNA 提取方法比
较［J］．中南林业科技大学学报，2012，32（4）：170－173．
［16］ 刘 杰，高连明．红豆杉属植物三种不同总 DNA 提取方法的分
析比较［J］．广西植物，2011，31（2）：244－249．
［17］ 邹喻萍，汪小全，雷一丁，等 ．几种濒危植物及其近缘类群总
DNA的提取与鉴定［J］．植物学报，1994，36（7）：529－532．
［18］ 单 志，吴宏亮，李成磊，等．改良 SDS 法提取多种植物基因组
DNA研究［J］．广东农业科学，2011，38（8）：113－115．
表 1 各样品提取的基因组 DNA 纯度和产率
样品
C1
C2
C3
S1
S2
S3
J1
J2
J3
X1
X2
X3
A260 nm/A280 nm
1.95
1.89
1.93
1.32
1.12
1.24
1.83
1.81
1.82
1.84
1.81
1.86
DNA产率//μg/g
192
185
214
-
-
-
180
196
186
156
172
164
（责任编辑 屠 晶）
5062