全 文 ：中国农业科学 2014,47(20):4067-4077
Scientia Agricultura Sinica doi: 10.3864/j.issn.0578-1752.2014.20.015

收稿日期：2014-03-10；接受日期：2014-07-18
基金项目：国家自然科学基金（31371727）、武汉市晨光计划项目（2013070104010023）、国家国际科技合作专项（2014DFG32310）、湖北省教育厅
科学技术研究重点项目（D20121803）
联系方式：邝敏杰，Tel：027-83924790。通信作者何静仁，E-mail：jingrenh@yahoo.com


紫菜薹花色苷组分鉴定及其稳定性和抗氧化性
邝敏杰 1，齐敏玉 1，何静仁 1,2，李书艺 1，刘 刚 1，祝振洲 1,，蔡红燕 1,2，冯 军 3
（1武汉轻工大学食品科学与工程学院/湖北省农产品加工与转化重点实验室，武汉 430023；2武汉轻工大学粮油食品质量检验测试中心，武汉 430023；
3 湖北菱湖尚品洪山菜薹农业发展有限公司，武汉 430065）

摘要：【目的】鉴定紫菜薹色素中花色苷类物质种类及其组成，并研究其呈色稳定性和抗氧化活性，为紫菜
薹及其色素的深加工和在食品加工中的广泛应用提供科学依据。【方法】采用高效液相色谱-光电二极管阵列检测-
电喷雾电离质谱联用技术（HPLC-PDA-ESI-MS）分析紫菜薹色素提取物中花色苷组分，探讨 pH 值和 SO2对紫菜薹色
素稳定性的影响，并采用自由基清除和还原能力测试等方法探讨其抗氧化能力。【结果】首次鉴定出紫菜薹中 15
种花色苷，主要由 9种高度酰基化的矢车菊花色苷（矢车菊素 3-槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷、矢车菊素 3-咖啡酰槐
糖苷-5-丙二酰葡糖苷、矢车菊素 3-香豆酰槐糖苷-5-葡萄糖、矢车菊素 3-阿魏酰槐糖苷-5-葡萄糖、矢车菊素 3-
香豆酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷、矢车菊素 3-阿魏酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷、矢车菊素 3-芥子酰槐糖苷-5-丙二
酰葡糖苷、矢车菊素 3-(6′-丙二酰葡糖苷-2′-(6″-香豆酰-2″-羟基苯甲酰葡糖苷))-5-(6-丙二酰葡糖苷)、矢车菊
素 3-(6′-丙二酰葡糖苷-2′-(6″-阿魏酰-2″-羟基苯甲酰葡糖苷))-5-(6-丙二酰葡糖苷)）及 2 种非酰基化的单糖苷
和二糖苷矢车菊（矢车菊素 3-葡糖苷、矢车菊素 3-槐糖苷-5-葡糖苷）组成，另含少量非酰基化单糖苷和二糖苷
的飞燕草素（飞燕草素 3-葡糖苷、飞燕草素 3-葡糖苷-5-葡糖苷），以及牵牛花素（牵牛花素 3-葡糖苷、牵牛花
素 3-槐糖苷-5-葡糖苷）；紫菜薹色素 pH 稳定性与简单花色苷一致，酸性条件下较稳定，随着 pH 值的增加稳定性
下降；但抗 SO2漂白稳定性高。紫菜薹色素清除自由基能力和氧化物的还原能力均随其浓度增加而增强，同等浓度
下紫菜薹色素清除·OH 能力与 Vc 相当（P>0.05），还原能力低于 Vc，而清除 DPPH 自由基能力强于 Vc。【结论】紫
菜薹含有丰富的高度酰基化和糖苷化的花色苷（呈片状紫色晶体光泽），具有较高稳定性和很强抗氧化活性，是一
种值得开发的新型功能性配料及花色苷应用产品资源。
关键词：紫菜薹；花色苷；高效液相色谱-二极管阵列检测-电喷雾电离质谱联用；稳定性；抗氧化性

Identification of Anthocyanins in Brassica campestris L.
and Their Stability and Antioxidant Activity
KUANG Min-jie1, QI Min-yu1, HE Jing-ren1,2, LI Shu-yi1, LIU Gang1, ZHU Zhen-zhou1,
CAI Hong-yan1,2, FENG Jun3
(1College of Food Science and Engineering, Wuhan Polytechnic University/Hubei Provincial Key Laboratory for Agricultural
Products Processing and Conversion, Wuhan, 430023; 2Inspection and Test Center of Wuhan Polytechnic University for Quality
of Cereals Oils & Foodstuffs, Wuhan, 430023; 3Hubei Linghu Shangpin Hongshan Hongshan Flower Stalk Industry Co.,
Ltd., Wuhan 430065)

Abstract: 【Objective】 To identify the specific compositions of anthocyanins from pigment extracts of Brassica campestris L.
(BPE) and to investigate their chromic stability and antioxidant activities in order to provide a scientific basis for the deeply
processing of B. campestris L and further the broad application in food industry production. 【Method】 The anthocyanins
4068 中 国 农 业 科 学 47 卷

components of BPE were analyzed by HPLC-PDA-ESI-MS. The effects of pH and SO2 on stability of the pigments were investigated
and their antioxidant activities were evaluated by assaying scavenging free radicals and reducing power respectively.【Result】For the
first time fifteen different anthocyanins were tentatively identified in BPE pigments, mainly consist of nine highly acylated
cyanidin-glycosides (cyanidin 3-sophoroside-5-malonylglucoside, cyanidin 3-caffeoylsophoroside-5-malonylglucoside, cyanidin
3-coumarylsophoroside-5-glucoside, cyanidin 3-feruloylsophoroside-5-glucoside, cyanidin 3-coumarylsophoroside- 5-malonylglucoside,
cyanidin 3-feruloylsophoroside-5-malonylglucoside, cyanidin 3-sinapylsophoroside-5-malonylglucoside, cyanidin 3-(6′-malonylglucoside-
2′-(6″-coumaryl-2″-hydroxy benzoyl-glucoside))-5-(6-malonylglucoside) and cyanidin 3-(6′-malonylglucoside-2′-(6″-feruloyl-2″-
hydroxy benzoyl-glucoside))-5-(6-malonylglucoside)) and two non-acylated monoglycoside and diglycosides of cyanidin (cyanidin
3-glucoside and cyanidin 3-sophoroside-5-glucoside), as well as a few non-acylated monoglycoside and diglycosides of delphinidin
(delphinidin 3- glucoside and delphinidin 3-glucoside-5-glucoside) and petunidin (petunidin 3-glucoside and petunidin
3-sophoroside-5-glucoside). Their pH stability was similar to simple anthocyanins (stable under acidic conditions and becoming
unstable with the increase of pH), but the pigments were very stable to resist the SO2 bleaching. The abilities of scavenging free
radicals and reducing power of BPE pigments were enhanced as the concentration increased. Within the same concentrations the
abilities to scavenge ·OH of BPE was equivalent as ascorbic acid (P>0.05) while the reducing power was lower than ascorbic acid.
The ability to scavenge DPPH radicals of BPE was higher than ascorbic acid.【Conclusion】The B. campestris L. is rich in highly
acylated and glycosylated anthocyanidins (flake of purple crystal gloss) with high stability and strong antioxidant activity, therefore,
it is a new resource worthy to be developed into functional ingredients and applied products with anthocyanin pigments.
Key words: Brassica campestris L.; anthocyanin; HPLC-PDA-ESI-MS; stability; antioxidant

0 引言
【研究意义】紫菜薹（Brassica campestris L.）又
名红菜薹、红油菜薹，在蔬菜生产和消费中有重要地
位，以长江流域和华南诸省种植较多，是湖北省及武
汉市冬春主要特产蔬菜，其优良品种‘洪山菜薹’已
是地方名菜之一。紫菜薹木质化茎皮及叶中色素富
含花色苷类物质，具有抗氧化及清除自由基、抗突
变、抗癌、抗炎及抗病毒等多种生物活性[1-3]，是不
同品种紫菜薹品质评价及提供营养和生理活性物质
的基础。研究紫菜薹花色苷类物质的组成和种类及
其稳定性与抗氧化活性，对提高紫菜薹资源的综合
利用率及深加工技术和应用产品的开发具有重要意
义。【前人研究进展】目前紫菜薹的研究主要集中
在分子遗传及生态学方面[4-6]，有关其色素的研究较
少，现有相关研究仅集中在色素的提取工艺[7]及不
同条件下粗提液的稳定性[8]方面。【本研究切入点】
目前紫菜薹呈色的物质基础、花色苷类型和组成、
分子的化学和空间结构等缺少研究。【拟解决的关
键问题】本研究采用溶剂提取及树脂纯化花色苷组
分，利用超高效液相色谱-光电二极管阵列检测-多
级质谱联用技术（HPLC-PDA-ESI-MS）分析鉴定紫
菜薹花色苷组分，并采用自由基清除和还原能力测
试等方法探讨其抗氧化能力，为紫菜薹优质品种资
源评价、功能性配料开发及其在食品加工中的广泛
应用提供科学基础。
1 材料与方法
1.1 试验材料
1.1.1 材料与试剂 紫菜薹品种‘胭脂红’（湖北菱湖
尚品洪山菜薹农业发展有限公司），AB-8 大孔吸附树脂
（西安蓝晓科技有限公司），1,1-二苯基苦基苯肼（DPPH）
（Sigma 公司），其余化学试剂均为国产色谱纯或分析纯。
1.1.2 主要仪器 LTQ-XL 超高效液相色谱-质谱联
用仪（美国 Thermo 公司），Evolution 220 紫外可见
分光光度计（美国 Thermo Fisher 公司）；冷冻干燥机
（ALPHA 2-4，德国 CHRIST 公司）。
1.2 试验方法
1.2.1 紫菜薹色素的粗提取 取新鲜紫菜薹的叶及
茎的表皮，洗净晾干，切碎后分别准确称取 50 g。以
茎叶﹕50%乙醇水溶液=1﹕2 的比例，用稀盐酸调节
pH 至 3.0，在室温下浸泡 1 h，真空抽滤，获得紫红色
澄清色素提取液。将提取液低温旋转蒸发除去乙醇，
达到浓缩目的。采用 AB-8 大孔树脂在最佳参数条件
下对紫菜薹色素进行纯化、浓缩，最后冷冻干燥成粉
末（片状紫色晶体光泽），备用。
1.2.2 紫菜薹色素中总花色苷的测定 取紫菜薹色
素粗提物粉末，配成 0.5 mg·mL-1的溶液。采用 pH 示
差法测定[9-11]花色苷含量。
计算公式为：A=（A520-A700）pH1.0-（A520-A700）pH4.5
总花色苷含量：C（mg·g-1）= A V n M
m
  

20 期 邝敏杰等：紫菜薹花色苷组分鉴定及其稳定性和抗氧化性 4069

式中，A：在 pH 1.0 和 pH 4.5 处吸光度的差值；V：
提取液总体积（mL）；n：稀释倍数；M：cy-3-glu（矢
车菊-3-葡萄糖苷）的相对分子质量（449.4）；ε：cy-3-glu
的消光系数（26900）；m：样品质量（g）。
根据 pH 示差法测得的紫菜薹色素中总花色苷的
含量为 217.5 mg·g-1。
1.2.3 紫菜薹色素的光谱特征 取紫菜薹色素澄清
乙醇提取液，在 250—700 nm 波长范围内进行紫外可
见全扫描，从而得出紫菜薹色素的最大吸收波长。
1.2.4 紫菜薹色素中花色苷组分的鉴定 取适量色
素溶液采用高效液相色谱串联质谱仪进行分析。
HPLC 参数：色谱柱：赛默反相 C18 色谱柱，100
×2.1 mm，1.9 μm 粒径；检测器：PAD 检测器；柱温：
25℃；流速：150 μL·min-1；进样量：10 μL；检测波
长：527 nm。流动相 A：0.3％甲酸水溶液；流动相 B：
甲酸-乙腈-水（0.3﹕30﹕69.7）；洗脱梯度：0 min，
30%B；8 min，60%B；18 min，60%B；35 min，90%B；
45 min，30%B。
MS 条件：ESI 离子源；毛细管温度为 270℃；毛
细管电压为 4 V；N2：流速为 20 L·min-1，离子扫描范
围为 100—2 000（m/z）。整个过程采用正离子扫描模
式。
1.2.5 pH 值和 SO2 对紫菜薹色素稳定性的影响 采
用 HCl 及 NaOH 配制不同 pH（1.0—11.0）[12]、相同
浓度的紫菜薹色素溶液，用酸度计准确测定溶液的 pH
值，使用紫外可见分光光度计在波长 350—710 nm 范
围内扫描测定不同 pH 条件下色素溶液的吸收光谱，并
观察其色泽变化。
1.2.6 SO2对紫菜薹色素稳定性的影响 取适量 pH 1
的相同浓度紫菜薹色素溶液于试管中，分别加入一定
量 5 mg·mL-1 的 NaHSO3溶液使得 SO2的量分别为 0、
50、100、150、200 μg·L-1[13]。用紫外可见分光光度计
在波长 350—710 nm 范围内扫描测定不同 SO2 条件下
色素溶液的吸收光谱。
1.2.7 紫菜薹色素粗提物的抗氧化活性测定 取紫
菜薹色素粉末配成不同浓度的溶液，采用清除 DPPH
自由基能力、总还原能力和清除羟自由基（·OH）能
力 3 种方法评价其抗氧化活性，并以维生素 C 作阳性
对照。
1.2.7.1 DPPH自由基清除能力的测定 配制0.2 mmol·L-1
DPPH 乙醇溶液，置于棕色试剂瓶中于 4℃保存。在
试管中分别加入2 mL DPPH乙醇溶液及2 mL的0.02、
0.04、0.06、0.08、0.10、0.12 和 0.16 mg·mL-1 1.2.1 所
制备的样品提取液，混合均匀后在室温避光放置 30
min，于 517 nm 波长下用无水乙醇调零，并测定吸光
值 A1；将 DPPH 乙醇溶液用等体积的无水乙醇代替，
其他操作相同，以消除样品本身颜色的影响，测定吸
光值 A2；将样品溶液用等体积无水乙醇溶液代替，其
他操作相同，测定吸光值 A0。
清除率按下式计算：
DPPH 自由基清除率（%）=[ 1-( A1-A2) /A0 ]×100%
根据色素提取液清除 DPPH 自由基曲线，计算
得到 DPPH 的原始吸光值 A0 为 50%时色素的浓度。
根据半抑制浓度（IC50）的大小判断色素清除自由基
能力的大小，IC50值越小其清除 DPPH 自由基的能力
越强[14-15]。
1.2.7.2 清除羟自由基 在 10 mL 刻度具塞试管中
依次加入 6 mmol·L-1的 FeSO4溶液 2 mL，不同浓度的
色素溶液 2 mL，6 mmol·L-1的 H2O2溶液 2 mL，摇匀，
静置 10 min，再加入 2 mL 的 6 mmol·L-1水杨酸溶液，
摇匀，静置 30 min，于 510 nm 处测定其吸光度。并
用抗坏血酸作为参照比较效果[16-17]。
清除率按下式计算:
清除率（%）=[ 1-( A2-A1) /A0 ]×100%
式中，A0为空白对照的吸光度；A1为无水杨酸时色素
的吸光度；A2为加入色素后的吸光度。
1.2.7.3 还原能力的测定 还原能力参考Liang等[18]
方法，略有修改。配制一系列梯度的紫菜薹色素液。
取 2.5 mL 样品于试管中，依次加入 2.5 mL 0.2 mol·L-1
磷酸盐缓冲液（PBS，pH 6.6）和 2.5 mL 1%铁氰化钾
溶液（K3Fe(CN)6），于 50℃水浴保温 20 min 后，快
速冷却，再加人 2.5 mL 10%三氯乙酸溶液，以 3 000
r/min 的转速离心 10 min，取上清液 2.5 mL，依次加
入 2.5 mL 蒸馏水，0.5 mL 0.1%三氯化铁溶液（FeCl3），
充分混匀，静置 10 min 后，在 700 nm 下测定其吸光
值 OD700（蒸馏水作参比液，调零）。吸光度越高，
说明反应混合物的还原性越强。
1.3 数据分析
每组试验重复 3 次，取平均值，利用 Excel 进行
方差分析。
2 结果
2.1 紫菜薹色素的光谱特征
紫菜薹红色素的紫外可见吸收光谱如图 1，该色
素提取物的最大吸收波长在 526 nm 左右，吸收峰宽，
同时在 320 nm 左右有不明显吸收带，呈典型的花色苷
4070 中 国 农 业 科 学 47 卷

相
对
吸
收
峰
R
el
at
iv
e
ab
so
rb
an
ce


图 1 紫菜薹色素的特征吸收光谱
Fig. 1 The characteristic absorption spectrum of the red pigments
from B. campestris L.
类物质吸收光谱，说明紫菜薹色素主要含花色苷类色
素。除此之外，紫外可见吸收图谱中 280 nm 左右的吸
收峰表明该花色苷类色素含多羟基酚结构，可能为复
杂花色苷类物质。
2.2 紫菜薹色素中花色苷的种类和组成
由图 2 可知，紫菜薹色素中花色苷的组成非常丰
富。本文结合各花色苷的保留时间及其在 HPLC 图谱
中的保留分配规律（如酰基化的花色苷比非酰基化花色
苷的保留时间长，双酰化的花色苷比单酰化花色苷的保
留时间长[19]）、二极管阵列（PDA）吸收光谱图、分子
离子大小、分子碎片及其二级质谱，并结合相关文献[20-22]
分析紫菜薹中花色苷组分的种类和组成。仅举例 m/z
1005 分子离子的一级（图 3-a）和二级质谱图（图 3-b）。

uA
U


图 2 紫菜薹色素 HPLC 图谱
Fig. 2 HPLC profiles of the red pigments from B. campestris L.

表 1 总结了紫菜薹色谱图中各峰相关质谱信息及
其相应花色苷的组成，主要花色苷组分的分子结构如
图 4 所示。
峰 A 的保留时间 t=6.20 min，其分子离子 m/z 773
获得 3 个碎片离子，碎片离子 m/z 611 是失去一分子
葡萄糖得到，碎片离子 m/z 449 是失去一分子槐糖
[M-2×162]+得到，通过进一步分析碎片离子 m/z 287
的三级质谱信息，确认碎片离子 m/z 287 是矢车菊素，
结合相关文献[20-22]推测峰 A 为矢车菊素 3-槐糖苷-5-
葡糖苷（下文中飞燕草素（m/z 303）和牵牛花素（m/z
317）均经三级质谱确认）。
峰 B 的保留时间 t=7.06 min，其分子离子 m/z 465
获得 1 个碎片离子 m/z 303，碎片离子 m/z 303 是失去
一分子葡萄糖[M-162]+得到，碎片离子 m/z 303 是飞燕
20 期 邝敏杰等：紫菜薹花色苷组分鉴定及其稳定性和抗氧化性 4071

草素，故峰 B 可能是飞燕草素 3-葡糖苷。
峰 C 的保留时间 t=8.34 min，其分子离子 m/z 449
获得 1 个碎片离子 m/z 287，碎片离子 m/z 287 是失去
一分子葡萄糖[M-162]+得到，碎片离子 m/z 287 是矢车
菊素，故峰 C 可能是矢车菊素 3-葡糖苷。
峰 D 的保留时间 t=8.68 min，其分子离子 m/z 803
获得 3 个碎片离子，其中碎片离子 m/z 641 是失去一
分子葡萄糖[M-162]+得到，碎片离子 m/z 479 是失去一
分子槐糖[M-2×162]+得到，碎片离子 m/z 317 是牵牛
花素，故峰 D 可能是牵牛花素 3-槐糖苷-5-葡糖苷。
峰 E 的保留时间 t=10.07 min，其分子离子 m/z 627
获得 2 个碎片离子，其中碎片离子 m/z 465 是失去一
分子葡萄糖[M-162]+得到，碎片离子 m/z 303 是飞燕草
素，故峰 E 可能是飞燕草素 3-葡糖苷-5-葡糖苷。
峰 F 的保留时间 t=11.94 min，其分子离子 m/z 859
获得 2 个碎片离子，其中碎片离子 m/z 535 是失去一
分子槐糖 [M-2×162]+获得，碎片离子 m/z 287 是失去
一分子槐糖、一分子葡萄糖和一分子丙二酸[M-324-
162-86]+得到，碎片离子 m/z 287 是矢车菊素，故峰 F
可能是矢车菊素-3 槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷。
峰 G 的保留时间 t=12.91 min，其分子离子m/z 479
获得 1 个碎片离子 m/z 317，碎片离子 m/z 317 是失去
一分子葡萄糖[M-162]+得到，碎片离子 m/z 317 是牵牛
花素，故峰 G 可能是牵牛花素 3-葡糖苷。
峰 H 的保留时间 t=19.75 min，其分子离子 m/z 1021
获得 3 个碎片离子，其中碎片离子 m/z 773 是失去一分
子葡萄糖和一分子丙二酸 [M-162-86]+获得（丙二酸为
86[23]），碎片离子 m/z 535 是失去一分子槐糖、一分子
咖啡酸[M-2×162-162]+得到（槐糖为 2×162，咖啡酸为
162[23]），碎片离子 m/z 287 是矢车菊素，故峰 H 可能是
矢车菊素-3 咖啡酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷。
峰 I 的保留时间 t=20.54 min，其分子离子为 m/z
919 和 m/z 949 的花色苷物质未完全分开。
分子离子m/z 919 获得 3 个碎片离子，其中碎片离子
m/z 757 是失去一分子葡萄糖[M-162]+获得，碎片离子m/z
449 是失去一分子槐糖和一分子香豆酸[M-2×162-146]+
得到（香豆酸为 146[23]），碎片离子 m/z 287 是矢车菊素，
故可能是矢车菊素 3-香豆酰槐糖苷-5-葡萄糖。

表 1 紫菜薹花色苷组分的种类和组成
Table 1 The composition of anthocyanins components in B. campestris L.
组分
Component
RT/min MS(m/z) MS/MS(m/z) 花色苷指认 Anthocyanins identification 参考文献
References
A 6.20 773 611，449，287 矢车菊素 3-槐糖苷-5-葡糖苷 Cyanidin 3-sophoroside-5-glucoside [20]-[22]
B 7.06 465 303 飞燕草素 3-葡糖苷 Delphinidin 3-glucoside
C 8.34 449 287 矢车菊素 3-葡糖苷 Cyanidin 3-glucoside
D 8.68 803 641，479，317 牵牛花素 3-槐糖苷-5-葡糖苷 Petunidin 3-sophoroside-5-glucoside
E 10.07 627 465，303 飞燕草素 3-葡糖苷-5-葡糖苷 Delphinidin 3-glucoside-5-glucoside
F 11.94 859 535，287 矢车菊素 3-槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷 Cyanidin 3-sophoroside-5-malonylglucoside
G 12.91 479 317 牵牛花素 3-葡糖苷 Petunidin 3-glucoside
H 19.75 1021 773，535，287 矢车菊素 3-咖啡酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷
Cyanidin 3-caffeoylsophoroside-5-malonylglucoside
[23]
I 20.54 919 (I1) 757，449，287 矢车菊素 3-香豆酰槐糖苷-5-葡萄糖 Cyanidin 3-coumarylsophoroside-5-glucoside [23]
949 (I2) 787，449，287 矢车菊素 3-阿魏酰槐糖苷-5-葡萄糖 Cyanidin 3-feruloylsophoroside-5-glucoside [23]
J 22.87 1005 (J1) 757，535，287 矢车菊素 3-香豆酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷
Cyanidin 3-coumarylsophoroside-5-malonylglucoside

1035 (J2) 787，535，287 矢车菊素 3-阿魏酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷
Cyanidin 3-feruloylsophoroside-5-malonylglucoside

1065 (J3) 817，535，287 矢车菊素 3-芥子酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷
Cyanidin 3-sinapylsophoroside-5-malonylglucoside

K 25.47 1211 963，535，287 矢车菊素 3-(6′-丙二酰葡糖苷-2′-(6″-香豆酰-2″-羟基苯甲酰葡糖苷))-5-(6-丙二酰葡
糖苷)Cyanidin 3-(6′-malonylglucoside-2′-(6″-coumaryl-2″-hydroxy
benzoyl-glucoside))-5-(6-malonylglucoside)
[23]
L 25.64 1241 993，535，287 矢车菊素 3-(6′-丙二酰葡糖苷-2′-(6″-阿魏酰-2″-羟基苯甲酰葡糖苷))-5-(6-丙二酰葡
糖苷)Cyanidin 3-(6′-malonylglucoside-2′-(6″-feruloyl-2″-hydroxy benzoyl-glucoside))-
5-(6-malonylglucoside)

M 26.41 792 774，661，548，
435，322
非花色苷类物质
4072 中 国 农 业 科 学 47 卷

分子离子 m/z 949 获得 3 个碎片离子，与分子离
子 m/z 919 不同的是可能含有一个阿魏酰基团，可能
是矢车菊素 3-阿魏酰槐糖苷-5-葡萄糖。
峰 J 的保留时间 t=22.87 min，其分子离子为 m/z
1005、1035 和 1065 的花色苷物质未完全分开。
分子离子m/z 1005 获得3 个碎片离子，其中碎片离子
m/z 757 是失去一分子丙二酸和一分子葡萄糖[M-162-86]+
得到，碎片离子 m/z 535 是失去一分子香豆酸和一分子
槐糖[M-146-324]+获得，碎片离子 m/z 287 是矢车菊素，
故可能是矢车菊素 3-香豆酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷。
分子离子 m/z 1035 获得 3 个碎片离子，可能是矢
车菊素 3-阿魏酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷。
分子离子 m/z 1065 获得 3 个碎片离子，可能是矢
车菊素 3-芥子酰槐糖苷-5-丙二酰葡糖苷。

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200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100
m/z
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100
相
对
吸
收
峰
R
el
at
iv
e
ab
so
rb
an
ce
534.91
756.86
286.77
960.96
491.03
918.84449.00 986.79842.95594.79324.01 744.73278.98
b
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5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100
相
对
吸
收
峰
R
el
at
iv
e
ab
so
rb
an
ce
1004.89
1034.75
1064.90
534.92
287.01 757.04566.24 679.24108.70 1120.76 1180.94453.01 816.95176.91 949.88398.11 1293.88 1443.42
a


图 3 分子离子 m/z 1005 的一级（a）和二级（b）质谱图
Fig. 3 MS and MS/MS profiles of [M]+ ion at m/z 1005
20 期 邝敏杰等：紫菜薹花色苷组分鉴定及其稳定性和抗氧化性 4073

O
O
O
R2
R1
O O
C
H2
R3O
HO
OHO
H
C—R4
+
A: R1=OH, R2=H, R3=OH, R4=OH
D: R1=OH, R2=OCH3, R3=OH, R4=OH
O
CO CH COONR4 =F: R1=OH, R2=H, R3=OH,
H: R1=OH, R2=H,
O
CO CH CH
OH
OHR3 =
O
CO CH2 COOHR4 =
I1: R1=OH, R2=H,
I2: R1=OH, R2=H, R4=OH
O
CO OH
OMe
R3=
O
CO OHR3= R4=OH
O
CO OHR3 =
O
CO CH2R4 =
O
CO OHR3=
O
COR4 =
O
CO OHR3 =
O
COR4 =
J1: R1=OH, R2=H,
J2: R1=OH, R2=H,
J3: R1=OH, R2=H,
O
O
O
HO
O
H
O
O
O C
O
COOH
O C
O
COOH
O
O
CH2 R
C
O
O C
O
CH CH OHK: R=
O C
O
CH CH
OCH3
L: R=
a b
H2
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
HO
CH CH
CHCH
CH CH
CH CH
CH CH
OMe
OMe
OMe
COOH
COOH
COOH
CH2
CH2
OH
OH OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
CH2CH2
CH2CH2
OH


图 4 紫菜薹色素中主要花色苷组分的分子结构（a）及（b）
Fig. 4 The molecular structures (a and b) of major anthocyanins from B. campestris L. pigments

峰 K 的保留时间 t=25.47 min，其分子离子 m/z
1211 获得 3 个碎片离子，其中碎片离子 m/z 963 是失
去一分子丙二酸和一分子葡萄糖[M-162-86]+得到，碎
片离子 m/z 535 是失去两分子葡萄糖、一分子丙二酸、
一分子香豆酸和一分子羟基苯甲酸[M-162-86-146-
120-162]+获得（羟基苯甲酸为 120[23]），碎片离子 m/z
287 是矢车菊素，故峰 K 可能是矢车菊素 3-（6′-丙二
酰葡糖苷-2′-（6″-香豆酰-2″-羟基苯甲酰葡糖苷））-5-
（6-丙二酰葡糖苷）。
峰 L 的保留时间 t=25.64 min，其分子离子 m/z
1241 获得 3 个碎片离子，其中碎片离子 m/z 993 是失
去一分子丙二酸和一分子葡萄糖[M-162-86]+得到，碎
片离子 m/z 535 是失去两分子葡萄糖、一分子丙二酸、
一分子阿魏酸和一分子羟基苯甲酸[M-162-86-176-
120-162]+获得，碎片离子 m/z 287 是矢车菊素，故峰 L
可能是矢车菊素 3-（6′-丙二酰葡糖苷-2′-（6″-阿魏酰
-2″-羟基苯甲酰葡糖苷））-5-（6-丙二酰葡糖苷）。
2.3 pH 和 SO2对紫菜薹色素稳定性的影响
花色苷类色素的颜色随 pH 的变化而变化，表现
为其苯并吡喃氧鎓离子结构在不同 pH 条件下呈现不
同的结构形式（酸性条件下为红色的氧鎓阳离子，碱
性条件下为蓝色的醌型结构）。在酸性条件下，随 pH
的增大，吸光度减小。紫菜薹色素吸光度及吸收波长
随 pH 的变化情况见图 5。在 pH 1.0—3.6 时，λmax 为
527 nm 处，颜色为亮红色，随着 pH 值的增加，527 nm
波长处的吸收峰逐渐消弱；在 pH 4.5—7.0 时，λmax
向长波方向移动，颜色为紫红色，波形平滑，527 nm
处吸收大大降低；当 pH>7.0 时，色素颜色向蓝色转
变，且吸光度增加；在 pH11.0 时出现一个很大的吸收
峰，其最大吸收波长在 604 nm 左右，紫菜薹色素 pH
稳定性与简单花色苷的研究结果一致[24-26]。
二氧化硫作为一种抑菌剂和漂白剂广泛用于葡萄
酒酿造和果蔬加工。低浓度 SO2 对果汁中的花色苷
具有部分稳定性作用，因其可与 Vc 或芸香苷（一
种辅色剂）有效结合；但实际应用中，亚硫酸盐常
与花色苷反应生成一种无色物质使其褪色[27]。由图
6 可知，紫菜薹色素对 SO2 漂白具有很强的抵御能
力，随 SO2 浓度的增加，色素吸光度变化极小，可
4074 中 国 农 业 科 学 47 卷

能与色素中大量高度酰基化的花色苷结构有关（酰基
化程度越高，稳定性越强）。图中添加 50 μg·L-1 SO2
后色素的吸光度比未加 SO2色素的吸光度略高，可能
与文献报道低浓度 SO2对花色苷的稳定性作用一致。
2.4 紫菜薹色素的抗氧化活性
DPPH 是一种在乙醇等有机溶剂中能稳定存在的
自由基，溶液呈深紫色，在 517 nm 处有最大吸收。由
图7可见，紫菜薹色素在一定质量浓度范围内对DPPH·的
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
350 400 450 500 550 600 650
λ (nm)
吸
光
度
A
bs
or
ba
nc
e
pH 1.0
pH 11.0
pH 2.5
pH 3.6
pH 4.5 pH 5.5, 7.0, 9.0


图 5 pH 对紫菜薹色素稳定性的影响
Fig. 5 Effects of pH on the stability of the pigments from B. campestris L.

吸
光
度
A
bs
or
ba
nc
e
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
350 400 450 500 550 600
50 μg·L-1
0 μg·L-1, 100 μg·L-1
150 μg·L-1, 200 μg·L-1
λ (nm)

图 6 SO2对紫菜薹色素稳定性的影响
Fig. 6 Effects of SO2 on the stability of the pigments from B. campestris L.
0
20
40
60
80
100
120
0.02 0.04 0.06 0.08 0.1 0.12 0.16
质量浓度 Mass concentration (mg·mL-1)
清
除
率
C
le
ar
an
ce
ra
te
(%
)
紫菜薹色素 Pigments of B. campestris
Vc

图 7 紫菜薹色素对 DPPH 自由基的清除作用
Fig. 7 Scavenging effects of the pigments from B. campestris L. on DPPH radicals
20 期 邝敏杰等：紫菜薹花色苷组分鉴定及其稳定性和抗氧化性 4075

清除率与其质量浓度呈明显的量效关系，随浓度的
增加而增强，在质量浓度大于 0.075 mg·mL-1 时，紫
菜薹色素对 DPPH·的清除率略高于 Vc，在试验质量
浓度范围内，Vc 对 DPPH·的清除率基本不变，维持
在 91%—96%。紫菜薹色素的 IC50 为 0.031 mg·mL-1，
表明紫菜薹色素对 DPPH 自由基有较强清除作用。
由图 8 可知，紫菜薹色素在较低浓度范围对羟自
由基即有较好清除作用，随色素质量浓度的增加
对·OH 的清除率也增加，且呈明显的量效关系。紫菜
薹色素对·OH 的清除能力略低于 Vc，但两种物质的差
异不显著（P>0.05）。紫菜薹色素清除羟自由基的 IC50
为 0.09 mg·mL-1，表明其具有较好的清除羟自由基的
作用。
在紫菜薹色素存在情况下，通过观察 Fe3+-Fe2+的
转移来检测其还原能力。由图 9 可知，在试验浓度范
围内，紫菜薹色素的还原能力随其浓度增大而增强，在
浓度小于 1 mg·mL-1时，其还原能力低于 Vc，当浓度
达到 1 mg·mL-1时，紫菜薹色素的还原能力与 Vc 相当。

0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0.02 0.04 0.08 0.12 0.16 0.2 0.24
紫菜薹色素 Pigments of B. campestris
Vc
质量浓度 Mass concentration (mg·mL-1)

图 8 紫菜薹色素对羟自由基的清除作用
Fig. 8 Scavenging effects of the pigments from B. campestris L. on hydroxyl radicals

0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2
吸
光
度
A
bs
or
ba
nc
e
紫菜薹色素 Pigments of B. campestris
Vc
质量浓度 Mass concentration (mg·mL-1)

图 9 紫菜薹色素的还原能力
Fig. 9 Reducing power of the pigments from B. campestris L.

3 讨论
不同植物所含花色苷的种类和组成不同，相关研
究报道很多[28]，然而关于长江流域地方特产蔬菜紫菜
薹中花色苷物质的种类和组成的研究尚未见报道。本
文采用高效液相色谱-光电二极管阵列检测-电喷雾电
离质谱联用技术（HPLC-PDA-ESI-MS）分析‘胭脂红’
紫菜薹色素提取物中花色苷组成，结果表明紫菜薹色
素含 15 种花色苷，主要有 9 种高度酰基化的矢车菊花
色苷，包括四酰基化二糖苷、双酰基化二糖苷和单酰
基化二糖苷及少量牵牛花和矢车菊及飞燕草花色素的
非酰基化单糖苷和二糖苷。紫菜薹色素呈现紫色片状
晶体光泽，可能与其花色苷组成丰富并含大量高度酰
基化和糖苷化的花色苷有关。有关不同品种及不同部
4076 中 国 农 业 科 学 47 卷

位紫菜薹的花色苷组成和比较有待进一步研究。
近年研究发现，多酰基化的花色苷具有较强的呈
色稳定性，能阻止花青素从红紫色的氧鎓阳离子转变
成无色的查尔酮结构或蓝色的醌型结构[29]。李伟等[8]
研究了温度、pH、蔗糖、金属离子对紫菜薹色素稳定
性的影响，表明紫菜薹色素对热较稳定，pH 对其影响
大，蔗糖能增加其稳定性。雷钢铁等[30]发现紫菜薹色
素对光较稳定。本研究表明紫菜薹色素具有很强抵抗
SO2 漂白的能力。这些结果均与紫菜薹色素是由大量
高度酰基化及糖苷化的花色苷组成有关。
花色苷具有极强的抗氧化、抗突变和抗炎症性反
应等多种生物活性和生理功能，是一类具有良好应用
前景的天然着色剂和抗氧化剂，应用于食品加工及营
养制剂领域和医药日化等非食品行业[31]。紫菜薹色素
是以花色苷为主的膳食植物提取物，含少量其他类黄
酮多酚物质，研究结果表明紫菜薹色素具有极高抗氧
化活性，具备与 Vc 相当甚至更强的自由基清除能力
和氧化还原能力，因此可广泛用作食品添加剂和功能
性配料。
4 结论
紫菜薹色素中花色苷组成和种类非常丰富。含有
15 种花色苷（包括 9 种高度酰基化的矢车菊花色苷及
2 种非酰基化的单糖苷和二糖苷矢车菊，另含少量非
酰基化单糖苷和二糖苷的飞燕草素和牵牛花素）；紫
菜薹色素 pH 稳定性与简单花色苷一致，酸性条件下
较稳定，随着 pH 的增加稳定性下降，但抗 SO2 漂白
稳定性高；同时具有很强的抗氧化活性，同等浓度下
紫菜薹色素清除自由基能力与 Vc 相当，是一种值得
开发的新型花色苷色素资源。

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（责任编辑 赵伶俐）