全 文 ：※工艺技术 食品科学 2014, Vol.35, No.20 67
插田泡花色苷的振荡提取及抗氧化活性
蒋华梅1，石登红2，王向前3，苟先美1，殷亮平1，杨光琴1
（1.贵阳学院化学与材料工程学院，贵州 贵阳 550005；2.贵阳学院生物与环境工程学院，贵州 贵阳 550005；
3.贵阳学院图书馆，贵州 贵阳 550005）
摘  要：采用乙醇振荡提取插田泡果实花色苷，通过正交试验筛选花色苷提取的最佳条件，同时对插田泡花色苷
的抗氧化活性进行研究。结果显示，体积分数85%乙醇溶液（pH 3）按料液比1∶30（g/mL）在50 ℃条件下振荡
提取1 h，同样条件下样品再重复提取，振荡时间 1 h，花色苷提取量达211.05 mg/100 g。在实验范围内，花色苷
对2,2’-联氮-双（3-乙基苯并噻吡咯啉-6-磺酸）（2,2’-azinobis-(3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate)，ABTS）、二苯
代苦味肼基（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical 2,2-diphenyl-1-(2,4,6-trinitrophenyl)hydrazyl，DPPH）、羟自由基
（·OH）均有较强的清除能力，清除率随质量浓度的升高而增大，呈正线性相关；花色苷对不同自由基的抑制能
力大小依次为·OH（IC50=1.71 μg/mL）＞ABTS
+·（IC50=2.27 μg/mL）＞DPPH自由基（IC50=3.44 μg/mL），抑制
能力均远高于阳性对照VC和二丁基羟基甲苯。结果表明，插田泡花色苷具有显著的抗氧化活性，是一种值得开发
的天然抗氧化剂和功能性食品资源。
关键词：插田泡；花色苷；振荡提取；抗氧化
Mechanical Shaking Extraction and Antioxidant Activity of Anthocyanins from Rubus coreanus Maq. Fruits
JIANG Hua-mei1, SHI Deng-hong2, WANG Xiang-qian3, GOU Xian-mei1, YIN Liang-ping1, YANG Guang-qin1
(1. College of Chemistry and Material Engineering, Guiyang University, Guiyang 550005, China;
2. College of Biological and Environmental Engineering, Guiyang University, Guiyang 550005, China;
3. Library of Guiyang University, Guiyang 550005, China)
Abstract: Mechanical shaking extraction with ethanol was applied to extract anthocyanins from the fruits of Rubus coreanus
Maq., and the optimal extraction conditions were determined by orthogonal array design. An extraction temperature of 50 ℃
and 1 h extraction repeated twice using a 30-fold volume of 85% ethanol aqueous solution containing hydrochloric acid
(pH 3) as the extraction solvent provided optimum extraction of anthocyanins. An anthocyanin yield of 211.05 mg/100 g
was achieved. In addition, the anthocyanins from fresh fruits of Rubus coreanus Maq. were evaluated for their antioxidant
activity. It was found that the anthocyanins displayed dose-dependent reducing power and strong abilities to scavenge
hydroxyl, 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) and 2,2’-azinobis-(3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate) (ABTS) free
radicals in decreasing order with linear concentration dependence in the concentration range investigated here. The IC50
values for hydroxyl, DPPH and ABTS free radicals were 1.71, 2.27 and 3.44 μg/mL, respectively, indicating much higher free
radical scavenging activity than VC and BHT as positive controls. These results demonstrate that anthocyanins from Rubus
coreanus Maq. possess potent antioxidant activity and thus deserve to be used as natural antioxidants and functional foods.
Key words: Rubus coreanus Maq.; anthocyanins; mechanical shaking extraction; antioxidant activity
中图分类号：O623.54；O629.9 文献标志码：A 文章编号：1002-6630（2014）20-0067-06
doi:10.7506/spkx1002-6630-201420014
收稿日期：2014-02-06
基金项目：贵州省科技厅、贵阳学院联合基金项目（黔科合J字LKG[2013]13号）；
贵州省教育厅2013年教学内容和课程体系改革重点项目（黔教高发[2013]446号）；
贵州省科技厅、贵阳学院联合基金项目（黔科合J字LKG[2013]04号）；贵阳学院院级科研项目（201207）
作者简介：蒋华梅（1976—），女，副教授，硕士，研究方向为天然产物化学。E-mail：857346695@qq.com
插田泡（Rubus coreanus Maq.）为蔷薇科悬钩子属植
物，又名大乌泡、倒生根、两头草、两头忙等。插田泡
果实富含VC、超氧化物歧化酶、蛋白质、氨基酸、糖、
钾、钙、镁、磷等多种营养成分[1-2]，具有较高的营养价
值。此外，插田泡中还含有插田泡苷[3]、花色苷等生物活
性物质。花色苷属黄酮类物质，安全无毒，可食用，可
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作为甜味剂、天然色素等食品添加剂；花色苷还具有消
除人体内自由基延缓衰老、抗辐射、抗氧化、抗癌、抗
炎、调节免疫力等功效，在食品、化妆品和医药领域有
巨大的发展潜力[4-8]。悬钩子属植物中花色苷的研究仅见
关于红树莓、黑莓、树莓、灰白毛莓等报道[9-13]，有关插
田泡果实花色苷的提取条件及抗氧化性研究较少。本实
验以野生插田泡果实为材料，研究插田泡花色苷的乙醇
振荡提取条件及抗氧化活性，探讨其提取条件及抗氧化
效果。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
野生插田泡果实采自贵州安顺紫云，采摘时间为
2013年6月，精选成熟的紫黑色果实洗净后冷冻储存，实
验前于室温解冻。
无水乙醇、体积分数95%乙醇、盐酸、醋酸、VC、
质量分数30%双氧水、过硫酸钾、邻二氮菲、硫酸亚
铁铵等均为国产分析纯；二丁基羟基甲苯（butylated
hydroxytoluene，BHT）（食品级） 上海笛柏化学品
技术有限公司；2,2’-联氮-双（3-乙基苯并噻吡咯啉-6-磺
酸）（2,2’-azinobis-(3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate)，
ABTS）、二苯代苦味肼基（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl
radical 2,2-diphenyl-1-(2,4,6-trinitrophenyl)hydrazyl，
DPPH） 美国Sigma公司。
1.2 仪器与设备
CP-214型电子分析天平 美国奥豪斯公司；UV-
2550型紫外-可见分光光度计（配备32BitPC汉化软件） 
日本岛津公司；SHA-B型恒温水浴振荡器 江苏金坛市
华欧实验仪器厂。
1.3 方法
1.3.1 最大吸收波长的测定
准确称取2.0 g插田泡果实于室温解冻，研钵研碎，
转移到250 mL具塞锥形瓶中，加入盐酸酸化的体积分数
75%乙醇溶液（pH 3）40 mL，于35 ℃振荡器中振荡浸提
1 h，抽滤，收集滤液。滤液在400～800 nm范围内进行
扫描，确定花色苷的最大吸收波长。
1.3.2 花色苷含量的检测方法
1.3.2.1 提取工艺
插田泡果实解冻，准确称取1 g，研碎。不同条件下
水浴振荡提取，抽滤，收集滤液。滤渣同样条件下重复
提取1 次，抽滤，收集、合并滤液，滤液用提取溶剂定容
至100 mL即为插田泡花色苷提取液。
1.3.2.2 花色苷含量的测定及计算方法（pH示差法）
参照红树莓、蓝莓、黑加仑花色苷 [9 ,14-15]测定方
法，稍做改动。准确吸取滤液2 mL与6 mL盐酸缓冲液
（pH 1.0）混合，摇匀；再准确吸取滤液2 mL与6 mL醋
酸缓冲液（pH 4.5）混合，摇匀。分别用相应的缓冲液为
空白对照，于最大吸收波长处测吸光度，按照公式（1）
计算花色苷含量：
εhbhmΔThVhFhMh100X˙ （1）
式中：X为插田泡花色苷含量/（mg/100 g）；ΔT为
ApH 1和ApH 4.5的吸光度差值；V为插田泡花色苷提取液的总
体积/mL；F为稀释倍数；M为矢车菊素-3-葡萄糖苷的摩
尔质量，449 g/mol；ε为矢车菊素-3-葡萄糖苷的摩尔消光
系数，29 600 L/（mol·cm）；m为样品质量/g；b为比色
皿厚度，1 cm。
1.3.3 单因素试验
按1.3.2节方法，在其他条件固定的情况下，分别
研究酸化乙醇（体积分数55%、65%、75%、85%、
95%）、料液比（1∶10、1∶20、1∶30、1∶40、1∶50）、
振荡温度（30、40、50、60、70 ℃）、振荡时间（0.5、
1.0、1.5、2.0、2.5 h）、酸化乙醇pH值（pH 1、2、3、
4、5）5 个单因素对插田泡果实花色苷含量的影响。
1.3.4 正交试验
依据乙醇体积分数、料液比、振荡温度、振荡时
间、酸化乙醇pH值5 个影响因素的单因素试验结果设计
正交试验（表1），以确定花色苷提取的最佳条件，样品
同样条件下提取2 次。
表 1 正交试验因素水平表
Table 1 Factors and levels used in orthogonal array design
试验号 A乙醇体积分数（pH 3）/% B料液比 （g/mL） C振荡温度/℃
1 65 1∶30 40
2 75 1∶40 50
3 85 1∶50 60
1.3.5 花色苷提取液抗氧化活性
1.3.5.1 ABTS溶液配制
试剂一：准确称取0.096 0 g ABTS，用蒸馏水定容
至25 mL容量瓶，浓度为7 mmol/L；试剂二：准确称取
0.378 4g K2S2O8，用蒸馏水定容至10 mL容量瓶，浓度为
140 mmol/L。
准确移取5 mL试剂一至10 mL容量瓶中，加入88 mL
试剂二，混匀，避光过夜12～16 h之内测定，该溶液即为
ABTS储备液。在测定时间内移取一定体积的ABTS储备
液，用体积分数75%乙醇溶液稀释100 倍，在732 nm波长
处测吸光度在（0.7±0.2）范围内。按上述1∶100的比例
配制ABTS溶液即可用于抗氧化活性测定。
1.3.5.2 ABTS+·清除率的测定
参照尹震花等[11]对黑莓果实ABTS+·清除率测定的
方法，并稍做改动。分别准确吸取正交试验8号样品溶液
0、10、20、30、40、50、60、70、80、90、100、110、
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120、130、140、150 mL于10 mL比色管中，用体积分数
75%乙醇迅速定容至0.5 mL，分别加入2.5 mL ABTS溶
液，振摇10 s以上，避光静置10 min，用体积分数75%乙
醇作空白对照，于742 nm波长测吸光度，采用公式（2）
计算清除率：
A0
A0ˉAḋh100⏙䰸⥛/%˙ （2）
式中：A0为空白对照吸光度；A样为样品吸光度。
1.3.5.3 DPPH自由基清除率的测定
参照王振斌等[16]对蜂巢DPPH自由基清除率测定的
方法，并稍做改动。分别准确吸取正交试验8号样品溶液
0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8、0.9、1.0、1.1、
1.2、1.3、1.4、1.5、1.6、1.7、1.8、1.9、2.0 mL于10 mL
比色管中，用体积分数75%乙醇溶液定容至4 mL，振荡
摇匀，分别加入4 mL 0.3 mmol/L的DPPH溶液，振荡摇
匀，空白对照为体积分数75%乙醇，常温避光反应1 h后
于523 nm波长处测吸光度，采用公式（3）计算清除率：
A0
A0ˉAḋh100⏙䰸⥛/%˙ （3）
式中：A0为空白对照吸光度，A样为样品吸光度。
1.3.5.4 羟自由基（·OH）清除率的测定
参照包玉敏等 [17]对蒙药材中·OH清除率测定的
方法，并稍做改动。取17 支10 mL比色管，分别加
入0.20 mL 7.5 mmol/L邻二氮菲、0.20 mL 7.5 mmol/L
硫酸亚铁铵溶液，1.00 mL Tris-HCl（pH 7.47）缓冲溶
液；在2～17号比色管中加1.00 mL 7.5 mmol/L过氧化
氢；在3～17号比色管中分别加入正交试验8号样品溶液
0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8、0.9、1.0、1.1、
1.2、1.3、1.4、1.5 mL；用蒸馏水定容至刻度，在37 ℃
水浴中反应1 h，冷水冷却，以蒸馏水为参比，在508 nm
波长处测吸光度，采用公式（4）计算清除率。
AḋˉAᤳ
A᳾ᤳˉAᤳ h100⏙䰸⥛/%˙ （4）
式中：A样品为加入样品溶液吸光度；A未损为未加H2O2
体系吸光度；A损为加入H2O2体系吸光度。
1.3.5.5 半数清除率
根据抗氧化剂的不同质量浓度和清除率求出一元线
性方程及相关系数，计算清除率为50%时所需抗氧化剂
的质量浓度，即为半数清除率（half elimination ratio，
IC50）值。
2 结果与分析
2.1 最大吸收波长的测定
由图1可知，插田泡花色苷在515 nm波长处有最大吸
收，因此单因素试验及正交试验都在此波长条件下测定
花色苷吸光度。
੨ݹᓖ ⌒䮯/nm0.400 1 20.5950.200ˉ0.0280.000400 600500 700 800
图 1 插田泡花色苷扫描图
Fig.1 Scanning spectrum of Rubus coreanus Maq. anthocyanins
2.2 单因素试验
2.2.1 乙醇体积分数对提取效果的影响㢅㡆㣋৿䞣/ ˄mg/ 100 g ˅ Э䝛ԧ⿃ߚ᭄/%130100160704055 7565 85 95
图 2 乙醇体积分数对提取效果的影响
Fig.2 Effect of ethanol concentration on the extraction yield of
anthocyanins
如图2所示，随着乙醇体积分数增加，花色苷提取量
逐渐增大，当乙醇体积分数大于85%时，提取量降低，
这与贾娜[15]、Patil[18]、Vatai[[19]等的研究结果相似，可能
是由于增加有机溶剂体积分数降低了亲水性花色苷的提
取率，导致总花色苷提取量降低。为提高花色苷的提取
量并节约试剂成本，选用体积分数65%、75%、85%乙醇
作为水平条件。
2.2.2 料液比对提取效果的影响㣡㢢㤧ਜ਼䟿/ ˄mg/100 g ˅ ᯉ⏢∄˄g/mL˅90601201503001IJ10 1IJ301IJ20 1IJ40 1IJ50
图 3 料液比对提取效果的影响
Fig.3 Effect of solid-to-liquid ratio on the extraction yield of
anthocyanins
如图3所示，随着提取液用量的增大，花色苷提取
量相应增加，当料液比为1∶40时提取量达到最大，之
后，提取量降低。这是由于料液比1∶40时，插田泡花色
苷已提取完全。此外，料液比1∶30、1∶40时提取量相差
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不大。考虑花色苷的提取量，因此选择料液比1∶30、
1∶40、1∶50作为水平条件。
2.2.3 振荡温度对提取效果的影响㢅㡆㣋৿䞣/ ˄mg/ 100 g ˅ ᤃ㤵⏽ᑺ/ć90601201503030 5040 60 70
图 4 振荡温度对提取效果的影响
Fig.4 Effect of extraction temperature on the extraction yield of
anthocyanins
如图4所示，花色苷提取量在30～50 ℃之间随温度
升高而逐渐增大，振荡温度超过50 ℃时花色苷的提取量
开始下降，这可能是由于50 ℃以上部分花色苷分解损失
而导致提取量下降。因此，选择振荡温度40、50、60 ℃
作为水平条件。
2.2.4 振荡时间对提取效果的影响㢅㡆㣋৿䞣/ ˄mg/ 100 g ˅ ᤃ㤵ᯊ䯈/h7040130100160100.5 1.51.0 2.0 2.5
图 5 振荡时间对提取效果的影响
Fig.5 Effect of extraction time on the extraction yield of anthocyanins
如图5所示，振荡时间达到1 h时花色苷提取量最
高，提取量随振荡时间延长先增大后减小，可能由于花
色苷类物质长时间暴露在外，导致被氧化破坏。考虑提
取量随时间变化的曲线起伏较平缓，为提高效率及缩短
提取周期，最终选择1 h作为正交试验的振荡时间。
2.2.5 酸化乙醇pH值对提取效果的影响㣡㢢㤧ਜ਼䟿/ ˄mg/ 100 g ˅
75%҉䞷pH6030120901500 1 32 4 5
图 6 乙醇pH值对提取效果的影响
Fig.6 Effect of ethanol with different acidities on the extraction yield
of anthocyanins
如图6所示，花色苷提取量随酸化乙醇pH值的增大而
增加，当pH 3时，提取量最大，之后提取量随pH值的增
大而下降，说明适宜酸度对花色苷类物质有保护作用，
酸度过高或过低都将导致花色苷稳定性降低。有学者认
为根本原因是酸度过高（如pH 1）花色苷易发生水解反
应，酸度过低（如pH 4.5）利于花色苷降解，以脱水假碱
形式存在[20]。考虑花色苷的稳定性及提取量，选择酸度
pH 3作为正交试验乙醇溶液的酸度。
2.3 正交试验
根据以上单因素试验结果，选择乙醇体积分数、料
液比、振荡温度为考察因素，设计正交试验表，结果见
表2、3。
表 2 插田泡花色苷提取正交试验设计及结果
Table 2 Arrangement and experimental results of orthogonal array design
试验号 A乙醇体积分数（pH 3） B料液比 C振荡温度
花色苷含量/
（mg/100 g）
1 1 1 1 131.66
2 1 3 2 170.35
3 1 2 3 63.45
4 2 2 1 143.81
5 2 1 2 184.29
6 2 3 3 84.72
7 3 3 1 165.90
8 3 2 2 209.01
9 3 1 3 110.97
k1 121.82 142.31 147.12
k2 137.61 138.76 187.88
k3 161.96 140.32 86.38
R 40.14 3.55 101.50
表 3 正交试验方差分析结果
Table 3 Analysis of variance for the orthogonal array design results
因素 自由度 偏差平方和 F值 F0.05（2,6）
A 2 2 453.523 0.406
5.14B 2 18.991 0.003
C 2 15 654.057 2.591
误差 6 18 126.571
由表2可知，各因素极差顺序大小为RC＞RA＞RB，影响
插田泡果实花色苷提取率的主次顺序为振荡温度（C）＞
乙醇体积分数（A）＞料液比（B）；由A因素k3＞k2＞
k1、B因素k1＞k3＞k2、C因素k2＞k1＞k3，可知插田泡花色
苷提取的最佳条件为：A3B1C2，即乙醇体积分数85%、
料液比1∶30、振荡温度50 ℃，此最佳提取条件未出现于
表2中。对最佳提取条件A3B1C2进行验证实验，得到花
色苷含量为211.05 mg/100 g，略高于正交试验最高含量
209.01 mg/100 g。由表3方差分析可知，3 个因素对花色
苷提取率的影响差异不显著。
2.4 插田泡花色苷提取物抗氧化活性
2.4.1 对ABTS+·的清除作用
由表4可知，插田泡花色苷对ABTS +·的清除能
力（ IC 50=2.27 μg/mL）均强于阳性对照VC（ IC 50 =
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12.11 μg/mL）和BHT（IC50=15.01 μg/mL）。由图7可
知，随着插田泡花色苷、VC、BHT质量浓度的增加，
对ABTS+·的清除率随之增大，清除率与质量浓度均
呈正效关系，其中花色苷的清除效果尤为显著。当花
色苷、VC、BHT质量浓度分别为4.280、21.134、26.443 μg/mL
时，清除率分别达到90.17%、82.70%、92.04%，再增
加质量浓度，清除率变化不大，说明对ABTS+·的清
除率达到饱和。同等质量浓度条件下，花色苷对ABTS
抑制作用远大于VC和BHT。质量浓度低于25 μg/mL时
抑制ABTS+·的能力大小为：花色苷＞VC＞BHT。经
统计分析，花色苷、VC、BHT清除率与质量浓度的回
归方程分别为：Y=15.601 6X＋14.647 3（r=0.948 4）、
Y=3.214 2X＋11.081 1（r=0.939 9）、Y=3.016 9 X＋
4.702 5（r =0.974 2），均呈线性相关。
表 4 花色苷、VC、BHT的IC50值
Table 4 IC50 values of anthocyanins from Rubus coreanus Maq.,
VC and BHT
μg/mL
样品
IC50
ABTS+· DPPH自由基 ·OH
花色苷 2.27 3.44 1.71
VC 12.11 10.78 32.36
BHT 15.01 12.51 48.15
A
B
TS
ˇ g␵䲔⦷/% 䍘䟿⎃ᓖ/˄μg/mL˅4020806010030107050900 0 15105 20 3025 35㣡㢢㤧BHTVC
图 7 花色苷、VC、BHT对ABTS+·的清除作用
Fig.7 ABTS radical scavenging activity of anthocyanins from
Rubus coreanus Maq., VC and BHT
2.4.2 对DPPH自由基的清除作用
D
PP
H
㠚⭡ส␵䲔⦷/% 䍘䟿⎃ᓖ/˄μg/mL˅4020806010030107050900 0 504010 20 30 60 8070 90㣡㢢㤧BHTVC
图 8 花色苷、VC、BHT对DPPH自由基的清除作用
Fig.8 DPPH radical scavenging activity of anthocyanins from
Rubus coreanus Maq., VC and BHT
由表 4可知，插田泡花色苷对D P P H自由基的
清除能力（ I C 50=3 .44 μg /mL）均强于阳性对照V C
（IC50=10.78 μg/mL）和BHT（IC50=12.51 μg/mL）。由
图8可知，插田泡花色苷、VC、BHT具有非常强的清除
DPPH自由基的能力，清除能力均随质量浓度增大而快
速增强，呈正效关系。花色苷的清除效果尤为显著。当
花色苷、VC、BHT质量浓度分别为：8.560、46.232、
57.845 μg/mL时，清除率分别达到92.25%、94.28%、
86.20%，再增加质量浓度，清除率变化微小，对DPPH
自由基的抑制能力达到饱和。同等质量浓度条件下，
花色苷的清除能力远高于VC和BHT。质量浓度高于
8.264 μg/mL时清除能力大小为花色苷＞VC＞BHT。
花色苷、VC、BHT清除率与质量浓度的回归方程分别
为：Y=8.247 6X＋21.659 6（r =0.928 4）、Y=1.096 0X＋
3 8 . 1 8 7 7（ r = 0 . 8 2 6 6）、Y = 0 . 6 9 9 5 X＋4 1 . 2 5 1 4
（r =0.841 4），均呈线性相关。
2.4.3 对·OH的清除作用gOH ␵䲔⦷/% 䍘䟿⎃ᓖ/˄μg/mL˅4020806010030100705090ˉ10 0 504010 20 30 60 8070㣡㢢㤧BHTVC
图 9 花色苷、VC、BHT对·OH的清除作用
Fig.9 Hydroxyl radical scavenging activity of anthocyanins from
Rubus coreanus Maq., VC and BHT
由表 4 可知，插田泡花色苷对· O H 的清除能
力（ IC 50=1 .71 μg/mL）远强于阳性对照VC（ IC 50=
32.36 μg/mL）和BHT（IC50=48.15 μg/mL）。由图9可
知，插田泡花色苷具有非常强的清除·OH能力，在质
量浓度为2.568 μg/mL时清除率达91.93%，在质量浓度
为3.210 μg/mL时清除率高达98.14%，清除能力随质量
浓度增大而迅速增强。VC、BHT对·OH也具有较高
的清除率，均呈正效关系。相同质量浓度条件下，花
色苷对·OH的抑制能力远大于阳性对照VC、BHT。
在质量浓度为24.791 μg/mL时，BHT对·OH的清除率
为－1.70%；质量浓度增至65 μg/mL，BHT和VC的清除
率达到一致；质量浓度增至68 μg/mL，BHT的清除率
达到100%。花色苷、VC、BHT清除率与质量浓度的回
归方程分别为：Y=35.471 7X－10.624 1（r=0.985 0）、
Y=1.140 5X＋13.095 2（r =0.982 9）、Y=2.099 6X－
51.095 8（r=0.979 0），均呈线性相关。
3 结 论
经正交试验优化可得乙醇振荡提取插田泡果实花
色苷的最佳提取条件是：体积分数85%乙醇溶液（pH
72 2014, Vol.35, No.20 食品科学 ※工艺技术
3）、料液比1∶30（g/mL）、振荡温度50 ℃，振荡时间
1 h，同样条件下样品再重复提取1 次。在此条件下，插
田泡花色苷提取量为211.05 mg/100 g。
抗氧化实验表明：插田泡果实花色苷对ABTS+·、
DPPH自由基和·OH均有很强的清除作用。当质量浓
度为4.280 μg/mL时对ABTS+·的清除率达90.17%，当
质量浓度为8.025 μg/mL时对DPPH自由基的清除率达
90.74%，当质量浓度为2.568 μg/mL时对DPPH自由基的
清除率达91.93%。花色苷对3 种自由基的清除能力大小
为·OH（IC50=1.71 μg/mL）＞ABTS
+·（IC50=2.27 μg/mL）＞
DPPH自由基（IC50=3.44 μg/mL），均远高于阳性对照
VC和BHT，原因可能与插田泡中花色苷的结构及乙醇提
取液中复杂的其他化合物有关。插田泡果实中具体抗氧
化活性成分种类、结构及作用机理还有待深入研究。
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