全 文 ：※基础研究 食品科学 2013, Vol.34, No.11 67
紫叶稠李果实花色苷的抗氧化活性
冷 梅，刘 荣
(东北林业大学林学院，黑龙江 哈尔滨 150040)
摘 要：目的：研究紫叶稠李果实花色苷的体外抗氧化活性和作用于肿瘤细胞后，细胞内抗氧化酶的活性和氧化产
物的含量。方法：采用分光光度法、水杨酸比色法、邻苯三酚自氧化法、硫代硫酸钠滴定法、铁氰化钾还原法测定
对DPPH自由基、·OH、O2－·、H2O2的清除能力以及总还原能力，采用试剂盒法测定肿瘤细胞内GSH-Px、CAT、
T-SOD活性和MDA含量。结果：紫叶稠李花色苷清除4种自由基的能力和总还原能力都小于VC，并且作用于肿瘤
细胞后，细胞内GSH-Px、CAT、T-SOD的活性都随紫叶稠李花色苷质量浓度的升高而减少，具有一定的量效关
系，而细胞内MDA的含量随紫叶稠李花色苷质量浓度的升高而增加，呈线性关系。结论：紫叶稠李花色苷的体外
抗氧化活性较强，并对肿瘤细胞内抗氧化酶的活性和氧化产物的含量具有一定影响。
关键词：紫叶稠李；花色苷；HT29细胞；HepG2细胞；HeLa细胞
Antioxidant Activity of Padus virginiana Anthocyanins
LENG Mei，LIU Rong
(College of Forestry, Northeast Forestry University, Harbin 150040, China)
Abstract：Objective: To explore the in vitro antioxidant activity of Padus virginiana fruit anthocyanins and determine
the activity of intracellular antioxidant enzymes and the content of oxidative products. Methods: The scavenging activity
against DPPH, superoxide anion, hydroxyl free radicals and hydrogen peroxide and total reducing power were determined
by spectrophotometry, salicylic acid colorimetric method, pyrogallol self-oxidation, sodium thiosulfate titration and
potassium ferricyanide reduction method, respectively. The activities of GSH-Px, CAT and T-SOD and MDA content in
tumor cells were determined. Results: The anthocyanins extracted from Padus virginiana fruits had weaker scavenging
effects on the free radicals and hydrogen peroxide and lower total reducing power than VC. The activities of the antioxidant
enzymes GSH-Px, CAT, T-SOD declined when exposed to increasing of these anthocyanins, indicating the existence of a
concentration-dependen relationship. Moreover, intracellular MDA content linearly increased as the concentration of Padus
virginiana anthocyanins increased. Conclusion: Padus virginiana anthocyanins have strong antioxidant capacity and obvious
impact on the activity of antioxidant enzymes and the contents of oxidative products in tumor cells.
Key words：Padus virginiana；anthocyanins；HT29 cells；HepG2 cells；HeLa cells
中图分类号：TS202.3 文献标志码：A 文章编号：1002-6630(2013)11-0067-05
doi:10.7506/spkx1002-6630-201311016
收稿日期：2012-03-30
基金项目：中央高校基本科研业务费专项(DL12CA11)
作者简介：冷梅(1983—)，女，硕士，研究方向为功能食品。E-mail：lengmeidx@126.com
紫叶稠李(Prunus virginiana)又名斑叶稠李，属蔷薇科
(Rosaceae)稠李属(Padus)植物，产于北半球寒温带地区，
喜光、耐寒、耐旱性强，具有很强的观赏性，落叶乔木，
花期4～5月，果实球形，果实呈紫红色，果熟期8～9月，
味涩微甜紫叶稠李含有丰富的花色苷[1]。目前国内外对紫
叶稠李的研究集中在木苗繁育、叶片成分分析等方面[2]，
对果实中的天然活性成分和抗氧化略有报道[3]，而对于紫
叶稠李果实抗肿瘤的生理活性未见报道。
本实验以体外抗氧化和肿瘤细胞为体系模型，研究
紫叶稠李果实花色苷的含量、体外抗氧化活性、作用于
肿瘤细胞后，细胞内抗氧化酶和氧化产物的变化，为揭
示紫叶稠李的生理功能提供参考。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
紫叶稠李果实采自哈尔滨双环园林采摘；细胞株人
宫颈癌HeLa细胞、人结肠癌HT29细胞、人肝癌HepG2
68 2013, Vol.34, No.11 食品科学 ※基础研究
细胞 哈尔滨工业大学；三羟甲基氨基甲烷、1,1-二
苯基-2-三硝基苯肼(DPPH) 美国Sigma公司；胰蛋白
酶 天津市灏洋生物制品有限责任公司；胚胎牛血清
杭州四季青生物工程材料有限公司；RPMI-1640培养
基、DMEM培养基 美国Gibco公司；Triton X-100
生兴生物技术(南京)有限公司；青霉素-链霉素 碧云
天生物技术研究所；GSH-Px、CAT、SOD、MDA试剂
盒 南京建成生物工程研究所；其余所用试剂均为国产分
析纯。
1.2 方法
1.2.1 紫叶稠李果实花色苷的提取
将烘干紫叶稠李果实粉末以料液比1:20(m/V)加入60%
乙醇浸提3h→500W超声30min→离心→提取液抽滤3次→
旋转蒸发浓缩→回收浸提液→浸提液加入AB-8树脂→平
衡吸附2h→用60%乙醇以2.0mL/min的流速洗脱→旋转蒸
发浓缩→回收浸提液→冻干[4-7]。
1.2.2 花色苷含量的测定
采用pH示差法测定紫叶稠李果实中花色苷的含量[8]。稀
释提取物分别用0.025mol/L，pH1.0的KCl缓冲液和pH4.5
CH3COONa缓冲液比例混合，分别在515nm和700nm波长
处测定吸光度，以蒸馏水为空白比色。花色苷的含量按
照公式(1)计算。
花色素苷含量/(mg/g)=A×Mw×1000×E×ρ (1)
式中：A为吸光度，A = ( A 5 1 5 n m－A 7 0 0 n m) p H 1 . 0－
(A515nm－A700nm)pH4.5；Mw为花色苷3-糖配基的分子质
量 ( 4 4 9 . 2 D )；E为花色苷3 -糖配基的摩尔吸收系数
(26900L/(mol·cm))；ρ为缓冲液的质量浓度/(mg/mL)。
每1g粉末中花色苷的含量用3-糖配基的毫克数表示。
1.2.3 体外抗氧化活性测定
1.2.3.1 DPPH自由基清除能力测定
参照文献[9]，依次向试管中加入8.62×10－2mmol/L
DPPH乙醇溶液2mL，不同质量浓度的样液2mL，避光混
合30min后于517nm波长处测定吸光度A1；同法操作，用
等体积乙醇代替样液，测定吸光度A0；不加DPPH溶液，
用等体积乙醇代替，加入不同质量浓度的样液，同法操
作测定吸光度A2。每份样品平行操作3次，按照公式(2)计
算清除率，并计算半数抑制质量浓度(IC50)。
⏙䰸⥛/% = (1－ )h100
A1－A2
A0
(2)
1.2.3.2 ·OH清除能力测定
参照文献[10]，依次向试管中加入不同质量浓度的样
液1mL，6mmol/L FeSO4溶液2mL，6mmol/L的H2O2溶液
2mL，振荡摇匀，静置10min，再加入6mmol/L的水杨酸
2mL，静置30min后于517nm波长处测定吸光度A1；同法
操作，用等体积蒸馏水代替样液，测定吸光度A0；不加
水杨酸，用等体积蒸馏水代替，加入不同质量浓度的样
液，同法操作测定吸光度A2。每份样品平行操作3次，按
照公式(3)计算清除率，并计算IC50。
⏙䰸⥛/% = (1－ )h100
A1－A2
A0
(3)
1.2.3.3 O2
－·清除能力测定
参照文献[11]，依次向试管中加入不同质量浓度的样
液1mL，pH8.2的Tris-HCl缓冲液6mL，37℃水浴10min，
再加入37℃预热过的7mmol/L的邻苯三酚盐酸溶液1mL，
混合反应4min，用0.5mL浓盐酸终止反应，于325nm波
长处测定吸光度A1；同法操作，用等体积蒸馏水代替样
液，测定吸光度A0；不加pH8.20的Tris-HCl缓冲液，用等
体积蒸馏水代替，加入不同质量浓度的样液，同法操作
测定吸光度A2。每份样品平行操作3次，按照公式(4)计算
清除率，并计算IC50。
⏙䰸⥛/% = (1－ )h100
A1－A2
A0
(4)
1.2.3.4 过氧化氢清除能力测定
参照文献[12]，依次向试管中加入不同浓度的样液
1mL，0.1mol/L的H2O2溶液1mL，质量浓度3g/100mL的
钼酸铵溶液0.1mL，2mol/L的H2SO4溶液10mL，1.8mol/L
的KI溶液7mL，混合后静置片刻。将混合液用5mmol/L
的Na2S2O3溶液滴定至溶液的黄色消失，测定V1；同法操
作，用等体积蒸馏水代替样液，测定V0；不加KI，用等
体积蒸馏水代替，加入不同质量浓度的样液，同法操作
测定V2。每份样品平行操作3次，按照公式(5)计算清除
率，并计算IC50。
⏙䰸⥛/% = (1－ )h100
V1－V2
V0
(5)
1.2.3.5 总还原能力测定
参照文献[13]，依次向试管中加入不同质量浓度的
样液1mL，0.2mol/L pH6.6的PBS缓冲液2.5mL，质量
浓度1g/100mL的K3Fe(CN)6溶液2.5mL，混匀后于50℃
水浴20min，再加入体积分数为10%的C2HCl3O2溶液
2.5mL，振荡混合后1000r/min离心10min。吸取离心后的
上清液5mL于比色管中，依次加入蒸馏水5mL，0.1%的
FeCl3·6H2O溶液1mL，混合后于700nm波长测定溶液吸
光度A1；以蒸馏水代替不同质量浓度的样液，同法操作
测定吸光度A0。每份样品平行操作3次，按照公式(6)计算
总还原能力，并计算IC50。
总还原能力=A1－A0 (6)
1.2.4 细胞培养
人结肠癌HT29细胞株和人宫颈癌HeLa细胞株培养于
RPMI-1640培养基(含10%灭活的胚胎牛血清、100U/mL青
霉素和100U/mL链霉素)，人肝癌HepG2细胞株培养于
※基础研究 食品科学 2013, Vol.34, No.11 69
DMEM培养基(含10%灭活的胚胎牛血清、100U/mL青
霉素和100U/mL链霉素)。37℃、5% CO2饱和湿度培养
箱中培养，实验时取对数生长期细胞[14-16]。
1.2.5 细胞内GSH-Px、CAT、SOD活性和MDA含量测定
胰酶消化后，用含10%的胎牛血清培养液稀释成
1.0×105个 /mL，并吹打均匀，接种于24孔板，每孔
1000μL，加药组设5个质量浓度，每个质量浓度设3复
孔，同时设空白对照组。置于37℃、5% CO2培养箱中培
养24h，待细胞贴壁后，分别加入质量浓度为0.3、0.6、
0.9、1.2、1.5mg/mL的紫叶稠李果实花色苷100μL，同时
对照组加入100μL的培养基，继续置于37℃、5% CO2培
养箱中培养48h后，取药物作用的细胞，用PBS洗1遍，
加入0.25%胰蛋白酶和0.02% EDTA消化，制成细胞悬
液，4000r/min离心5min收集细胞，再用PBS洗1遍，加
入细胞裂解液(150mmol/L NaCl、150mmol/L Tris-HCl、
1mmol/L EDTA、1% Triton X-100 pH 8.0)使细胞裂解，
于4℃离心1h，以上清液作为样本，参照试剂盒说明书测
定细胞内GSH-Px、CAT、T-SOD活性和MDA含量。
1.2.6 数据处理
实验数据以 x±s表示。采用SPSS11.5软件中One-
Way ANOVA进行处理和显著性分析检验，P＜0.05和
P＜0.01为显著性差异和极显著性差异。
2 结果与分析
2.1 紫叶稠李花色苷含量的测定
利用花色苷与黄酮的结构特性，当pH1.0时，在
510nm波长处两者均有最大吸收峰，当pH4.5时，花色
苷转化为无色查尔酮形式，在510nm波长无吸收峰，在
700nm波长处有吸收峰，因此利用pH示差法测定紫叶稠
李花色苷的含量为(0.830±0.033)mg/g。
2.2 体外抗氧化活性的测定结果
2.2.1 紫叶稠李果实花色苷对DPPH自由基的清除能力
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0.00 0.02 0.04 0.06 0.08 0.10
䋼䞣⌧ᑺ/(mg/mL)
⏙
䰸
⥛
/%
㋿৊⿴ᴢᵰᅲ VC
图 1 紫叶稠李果实花色苷清除DPPH自由基的能力
Fig.1 DPPH free radical scavenging capacity of the anthocyanins
由图1可知，紫叶稠李果实花色苷对DPPH自由基
的清除率随质量浓度的增加而增强，并成明显的量效关
系。以VC作为阳性对照，紫叶稠李果实花色苷清除率比
VC低，当质量浓度为0.10mg/mL时，紫叶稠李花色苷的
清除率为60.59%，VC的清除率为75.13%，可见紫叶稠果
实李花色苷对DPPH自由基有一定的清除能力，紫叶稠李
果实花色苷对DPPH自由基的清除率IC50为0.064mg/mL。
2.2.2 紫叶稠李果实花色苷对·OH清除能力
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 1 2 4 6 8 10
䋼䞣⌧ᑺ/(mg/mL)
⏙
䰸
⥛
/%
㋿৊⿴ᴢᵰᅲ VC
图 2 紫叶稠李果实花色苷清除·OH的能力
Fig.2 Hydroxyl free radical scavenging capacity of the anthocyanins
由图2可知，紫叶稠李果实花色苷对·OH的清除率
随质量浓度的增加而增强，并成明显的量效关系。以VC
作为阳性对照，紫叶稠李果实花色苷清除率比VC低，当
质量浓度为10mg/mL时，紫叶稠李果实花色苷的清除率
为77.84%，VC的清除率为90.24%，可见紫叶稠李果实
花色苷对·OH有较强的清除能力，紫叶稠李果实花色苷
对·OH的清除率IC50为1.320mg/mL。
2.2.3 紫叶稠李果实花色苷对O2－·清除能力
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0.0 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0
䋼䞣⌧ᑺ/(mg/mL)
⏙
䰸
⥛
/%
㋿৊⿴ᴢᵰᅲ VC
图 3 紫叶稠李果实花色苷清除O2－·的能力
Fig.3 Superoxide anion free radical scavenging capacity of the
anthocyanins
由图3可知，紫叶稠李果实花色苷对O2－·的清除率随
质量浓度的增加而增强，并成明显的量效关系。以VC作
为阳性对照，紫叶稠李果实花色苷的清除率比VC低，当
质量浓度为1.0mg/mL时，紫叶稠李果实花色苷的清除率
为68.54%，VC的清除率为94.72%，可见紫叶稠李果实花
色苷对O2－·有较强的清除能力，紫叶稠李果实花色苷对
O2
－·的清除率IC50为0.134mg/mL。
2.2.4 紫叶稠李果实花色苷对H2O2清除能力
由图4可知，紫叶稠李果实花色苷对H2O2的清除率
随质量浓度的增加而增强，并呈明显的量效关系。以VC
作为阳性对照，紫叶稠李果实花色苷清除率比VC低，当
70 2013, Vol.34, No.11 食品科学 ※基础研究
质量浓度为0.5mg/mL时，紫叶稠李果实花色苷的清除率
为78.45%，VC的清除率为93.37%，可见紫叶稠李果实花
色苷对H2O2有较强的清除能力，紫叶稠李果实花色苷对
H2O2的清除率IC50为0.244mg/mL。
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5
䋼䞣⌧ᑺ/(mg/mL)
⏙
䰸
⥛
/%
㋿৊⿴ᴢᵰᅲ VC
图 4 紫叶稠李果实花色苷清除H2O2的能力
Fig.4 H2O2 scavenging capacity of the anthocyanins
2.2.5 紫叶稠李果实花色苷的总还原能力
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
2.0
0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 0.25
䋼䞣⌧ᑺ/(mg/mL)
㋿৊⿴ᴢᵰᅲ VC
A 7
00
nm
图 5 紫叶稠李果实花色苷的总还原能力
Fig.5 Total reducing power of the anthocyanins
由图5可知，紫叶稠李果实花色苷的总还原能力与质
量浓度呈正相关。以VC作为阳性对照，紫叶稠李果实花
色苷总还原能力比VC低，当质量浓度为0.25mg/mL时，紫
叶稠李果实花色苷的总还原能力为0.547，VC总还原能力
为1.789，可见紫叶稠李果实花色苷的总还原能力较弱。
2.3 细胞内抗氧化酶/物的检测结果
2.3.1 细胞内GSH-Px活性的检测结果
表 1 紫叶稠李果实花色苷作用72h后3种肿瘤细胞内GSH-Px活性
Table 1 GSH-Px activity in tumor cells after 72 h treatment with
different concentrations of the anthocyanins
紫叶稠李果实花色苷
质量浓度/(mg/mL)
GSH-Px活力/(U/mL)
HT29 HepG2 HeLa
0 42.81±2.94 43.27±2.86 37.33±1.69
0.3 37.45±3.34* 39.44±2.78 33.16±2.54*
0.6 32.71±2.81** 31.01±2.81** 29.17±2.73**
0.9 22.63±2.05** 22.06±3.02** 26.79±2.12**
1.2 14.52±2.02** 15.34±1.88** 23.31±2.50**
1.5 11.76±1.62** 10.48±1.41** 21.17±1.49**
注：*.与对照组比较，差异显著(P＜0.05)；**.与对照组比较，差异极
显著 (P＜0.01)。下同。
由表1可知，紫叶稠李果实花色苷以质量浓度0.3mg/mL
作用于HT29、HepG2、HeLa细胞72h后，3种细胞内GSH-Px
的活性即出现下降趋势，随着紫叶稠李果实花色苷质量
浓度的增大，GSH-Px的活性逐渐降低。当紫叶稠李果实
花色苷的质量浓度为0.3mg/mL时，HT29细胞与对照组的
差异显著，当质量浓度大于0.3mg/mL时，HT29细胞与对
照组的差异极显著；当紫叶稠李果实花色苷的质量浓度
大于0.3mg/mL时，HepG2细胞与对照组的差异极显著；
当紫叶稠李果实花色苷的质量浓度为0.3mg/mL时，HeLa
细胞与对照组的差异显著，当质量浓度大于0.3mg/mL
时，HeLa细胞与对照组的差异极显著。
2.3.2 细胞内CAT活性的检测结果
表 2 紫叶稠李果实花色苷作用72h后3种肿瘤细胞内CAT活性
Table 2 CAT activity in tumor cells after 72 h treatment with different
concentrations of the anthocyanins
紫叶稠李果实花色苷
质量浓度/(mg/mL)
CAT活力/(U/mL)
HT29 HepG2 HeLa
0 3.17±0.28 3.54±0.29 3.36±0.26
0.3 2.84±0.33 2.95±0.25** 2.80±0.23**
0.6 2.57±0.23* 2.47±0.22** 2.37±0.22**
0.9 2.08±0.21** 2.04±0.16** 1.86±0.19**
1.2 1.80±0.16** 1.81±0.19** 1.54±0.17**
1.5 1.57±0.18** 1.63±0.15** 1.21±0.18**
由表2可知，紫叶稠李果实花色苷以质量浓度0.3mg/mL
作用于HT29、HepG2、HeLa细胞72h后，3种细胞内CAT的
活性即出现下降趋势，随着紫叶稠李果实花色苷质量浓度
的增大，CAT的活性逐渐降低。当紫叶稠李果实花色苷的
质量浓度为0.6mg/mL时，HT29细胞与对照组的差异显
著，当质量浓度大于0.6mg/mL时，HT29细胞与对照组的
差异极显著；当紫叶稠李果实花色苷的质量浓度大于等
于0.3mg/mL时，HepG2细胞与对照组的差异极显著；当紫
叶稠李果实花色苷的质量浓度大于等于0.3mg/mL时，HeLa
细胞与对照组的差异极显著。
2.3.3 细胞内T-SOD活性的检测结果
表 3 紫叶稠李果实花色苷作用72h后3种肿瘤细胞内T-SOD活性
Table 3 T-SOD activity in tumor cells after 72 h treatment with
different concentrations of the anthocyanins
紫叶稠李果实花色苷
质量浓度/(mg/mL)
T-SOD活力/(U/mL)
HT29 HepG2 HeLa
0 78.54±4.11 72.51±4.42 60.93±4.04
0.3 70.19±4.35* 65.13±6.18* 51.21±4.15**
0.6 64.32±5.21** 54.05±3.10** 46.63±3.16**
0.9 53.26±3.22** 47.22±3.54** 39.64±2.29**
1.2 48.82±2.89** 39.26±2.76** 35.73±2.61**
1.5 37.86±2.67** 33.31±2.41** 28.79±2.52**
由表3可知，紫叶稠李果实花色苷以质量浓度0.3mg/mL作
用于HT29、HepG2、HeLa细胞72h后，3种细胞内T-SOD
的活性即出现下降趋势，随着紫叶稠李果实花色苷质量
浓度的增大，T-SOD的活性逐渐降低。当紫叶稠李果实
花色苷的质量浓度为0.3mg/mL时，HT29细胞与对照组
※基础研究 食品科学 2013, Vol.34, No.11 71
的差异显著，当质量浓度大于0.3mg/mL时，HT29细胞
与对照组的差异极显著；当紫叶稠李果实花色苷的质量
浓度为0.3mg/mL时，HepG2细胞与对照组的差异显著，
当质量浓度大于0.3mg/mL时，HepG2细胞与对照组的差
异极显著；当紫叶稠李果实花色苷的质量浓度大于等于
0.3mg/mL时，HeLa细胞与对照组的差异极显著。
2.3.4 细胞内MDA含量的检测结果
表 4 紫叶稠李果实花色苷作用72h后3种肿瘤细胞MDA含量
Table 4 MDA content in tumor cells after 72 h treatment with different
concentrations of the anthocyanins
紫叶稠李果实花色苷
质量浓度/(mg/mL)
MDA含量/(nmol/mL)
HT29 HepG2 HeLa
0 2.25±0.23 2.13±0.21 1.86±0.15
0.3 2.52±0.25 2.29±0.27 2.05±0.20
0.6 2.75±0.23* 2.64±0.24* 2.38±0.27*
0.9 2.88±0.30* 3.01±0.21** 2.73±0.22**
1.2 3.36±0.24** 3.32±0.31** 3.04±0.39**
1.5 3.78±0.36** 3.75±0.29** 3.37±0.34**
由表4可知，紫叶稠李果实花色苷以质量浓度0.3mg/mL作
用于HT29、HepG2、HeLa细胞72h后，3种细胞内MDA
的含量即出现上升趋势，随着紫叶稠李果实花色苷质量
浓度的增大，MDA的含量逐渐升高。当紫叶稠李果实花
色苷的质量浓度为0.6mg/mL和0.9mg/mL时，HT29细胞与
对照组的差异显著，当质量浓度大于0.9mg/mL时，HT29
细胞与对照组的差异极显著；当紫叶稠李果实花色苷的
质量浓度为0.6mg/mL时，HepG2细胞与对照组的差异显
著，当质量浓度大于0.6mg/mL时，HepG2细胞与对照
组的差异极显著；当紫叶稠李果实花色苷的质量浓度为
0.6mg/mL时，HeLa细胞与对照组的差异显著，当质量浓
度大于0.6mg/mL时，HeLa细胞与对照组的差异极显著。
3 结 论
本实验通过测定紫叶稠李果实李花色苷清除DPPH
自由基、·OH、O2－·、H2O2和总还原能力，并与VC对
照来评价紫叶稠李果实花色苷的体外抗氧化能力，实
验证明了紫叶稠李果实花色苷的体外抗氧化能力没有
VC强，但在一定质量浓度条件下，对自由基的清除率
都大于60%，仍然是一种较好的抗氧化剂。本实验还表
明紫叶稠李果实花色苷作用于人结肠癌HT29细胞、人
肝癌HepG2细胞、人宫颈癌HeLa细胞72h后，GSH-Px、
CAT、T-SOD活性显著降低，MDA含量显著升高。说明
肿瘤细胞容易受到氧自由基和具有细胞毒性的MDA的损
伤[17-18]。并且细胞内GSH-Px、CAT、T-SOD活性和MDA
含量变化与紫叶稠李果实花色苷存在质量浓度依赖关
系。以上结果表明，抗氧化能力强的物质可清除细胞内
的自由基，由于细胞内的自由基下降达不到平衡，导致
抗氧化酶的活性下降，脂质过氧化产物的含量上升，这
可能就引起了肿瘤细胞的死亡[19-21]。紫叶稠李果实花色苷
对肿瘤细胞内抗氧化酶活性和氧化产物含量有影响，但
紫叶稠李果实花色苷的质量浓度在什么范围内对肿瘤细
胞抗氧化酶活性和氧化产物含量的影响最大，以及对正
常细胞的影响如何还有待进一步研究。
参考文献：
[1] 魏健, 关丽华, 王秀华. 紫叶稠李概述[J]. 中国花卉报, 2003(4):
81-83.
[2] 王庆菊, 李晓磊, 王磊, 等. 紫叶稠李叶片花色苷及其合成相关酶动
态[J]. 林业科学, 2008, 44(3): 45-49.
[3] 黄红英, 邓斌, 张晓军, 等. 紫叶稠李叶黄酮类化合物的提取及其抗
氧化作用研究[J]. 中华中医药学刊, 2009, 27(7): 1433-1436.
[4] 王振宇, 任健, 张宁, 等. 稠李属果实色素理化性质研究[J]. 食品科
学, 2010, 31(17): 92-97.
[5] 郭庆启, 张娜, 付立营, 等. 大孔树脂法纯化树莓花色苷及初步鉴定
[J]. 食品与发酵工业, 2010, 36(6): 171-174.
[6] 王萍, 苗雨. 大孔树脂对黑加仑果渣花色苷的纯化研究[J]. 哈尔滨
商业大学学报, 2008, 24(6): 701-704.
[7] 李蕊, 王萍, 王振宇, 等. 野生红树莓花色苷的提取分离及成分鉴定
[J]. 食品与发酵工业, 2010, 36(10): 203-207.
[8] LIU M, LIN L Q, SONG B B, et al. Cranberry phytochemical extract
inhibits SGC-7901 cell growth and human tumor xenografts in Balb/c
nu/nu mice[J]. J Agr Food Chem, 2009, 57(2): 762-768.
[9] 张倩 , 康文艺 . 芭蕉根活性成分研究[J]. 中国中药杂志 , 2010,
35(18): 2424-2427.
[10] BLOIS M S. Antioxidant determinations by the use of a stable free
radical[J]. Nature, 2002, 26(4): 1199-1200.
[11] 郭雪峰, 岳永德, 汤锋, 等. 用清除超氧阴离子自由基法评价竹叶提
取物抗氧化能力[J]. 光谱学与光谱分析, 2008, 28(8): l823-1826.
[12] CHISOLM G M, STEINBERG D. The oxidative modification
hypothesis of atherogenesis: an overview[J]. Free Rdaic Biol Med,
2000, 31(2): 1815-1826.
[13] WANG H, GAO X D, ZHOU G C, et al. in vitro and in vivo
antioxidant activity of aqueous extract from Choerospondias axillaris
fruit[J]. Food Chemistry, 2008, 106: 888-895.
[14] STEWART M S, DAVIS R L, WALSH L P, et al. Induction of
differentiation and apoptosis by sodium selenite in human colonic
carcinoma cells (HT29) [J]. Cancer Letters, 1997, 117(19): 35-40.
[15] 龚青, 石丁波, 蔡卫斌, 等. 藏红花素诱导宫颈癌HeLa细胞凋亡及其
作用机制[J]. 中华肿瘤防治杂志, 2009, 16(19): 1445-1448.
[16] LIMA C F, FERREIRA M F, WILSON C P. Phenolic compounds
protect HepG2 cells from oxidative damage: relevance of glutathione
levels[J]. Life Sciences, 2006, 79(21): 2056-2068.
[17] 李凡, 罗和生, 丁一娟, 等. 丁酸钠对结肠癌HT-29细胞的增殖抑制
作用及iNOS表达的影响[J]. 癌症, 2004, 23(4): 416-420.
[18] 邓景岳, 张鹏, 杨美华, 等. JR6对人结肠癌细胞HT-29氧化还原系统
影响[J]. 哈尔滨商业大学学报, 2009, 25(6): 649-652.
[19] WANG S Y, BALLINGTON J R. Free radical scavenging capacity
and antioxidant enzyme activity in deerberry[J]. LWT - Food Science
and Technology, 2007, 40(10): 1352-1361.
[20] CHO T H, DING H Y, CHAN L P, et al. Novel phenolic glucoside,
origanoside, protects against oxidative damage and modulates
antioxidant enzyme activity[J]. Food Research International, 2011, 44
(6): 1496-1503.
[21] SATYAKUMAR V, PATKI P S. Liv.52 attenuate copper induced
toxicity by inhibiting glutathione depletion and increased antioxidant
enzyme activity in HepG2 cell[J]. Food and Chemical Toxicology,
2010, 48(7): 1863-1868.